Información

Citrato de sodio 0,1 M en etanol al 10% y solubilidad en ADN

Citrato de sodio 0,1 M en etanol al 10% y solubilidad en ADN



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Entiendo cómo funciona la precipitación de ADN en presencia de sal (como acetato de sodio 0,3 M o cloruro de sodio 0,2 M) y alcohol (30 ~ 50% de isopropanol o 60 ~ 75% de etanol)

Sin embargo, en el manual del kit Trizol, el ADN se puede lavar y precipitar enCitrato de sodio 0,1 M en etanol al 10%

Con solo un 10% de etanol y un ion de sodio 0,1 M, ¿cómo puede el ADN estar en una forma "compacta / insoluble" para que pueda precipitarse mediante una centrifugación a baja velocidad (2000 x g durante 5 minutos)?


Los iones de sodio se unirán y neutralizarán la carga (-) en el esqueleto fosfo del ADN. Esto reduce los sitios de enlace de hidrógeno para el agua, lo que luego da como resultado una menor solubilidad.

Editado para mayor claridad y porque no respondí la pregunta la primera vez. Lo siento por eso.

La extracción de ADN es de la capa de interfase, que es una fracción muy pequeña de la muestra original. La extracción de la capa de interfase se mezcla luego con EtOH al 100% (300 ul por 1,0 Trizol usado en esa muestra). En realidad, esto debería ser un 60% o más de EtOH según mi experiencia con este método.

Ese es el paso de precipitación.

El hecho de que el lavado tenga solo un 10% de EtOH y citrato de sodio 0,1 M y que todavía sea suficiente para mantener el ADN precipitado gira en torno al citrato de sodio 0,1 M por lo general contiene iones de sodio 0,3 M (el citrato de sodio puede ser mono, di o trisódico). , pero a menos que se especifique… el citrato de sodio implica tri-). Recuerda que para el lavado, no necesitas hacer una precipitación rápida, solo necesitas evitar que se vuelva a solubilizar.

Eliminaré mis comentarios que contenían la misma información.


El método de un solo paso para el aislamiento de ARN mediante extracción ácida con tiocianato de guanidinio-fenol-cloroformo: veintitantos años después

Desde su introducción, el método de "un solo paso" se ha vuelto ampliamente utilizado para aislar el ARN total de muestras biológicas de diferentes fuentes. El principio en el que se basa el método es que el ARN se separa del ADN después de la extracción con una solución ácida que contiene tiocianato de guanidinio, acetato de sodio, fenol y cloroformo, seguido de centrifugación. En condiciones ácidas, el ARN total permanece en la fase acuosa superior, mientras que la mayoría del ADN y las proteínas permanecen en la interfase o en la fase orgánica inferior. A continuación, se recupera el ARN total mediante precipitación con isopropanol y se puede utilizar para varias aplicaciones. El protocolo original, que permite el aislamiento de ARN de células y tejidos en menos de 4 horas, avanzó enormemente en el análisis de la expresión génica en modelos vegetales y animales, así como en muestras patológicas, como lo demuestra el abrumador número de citas que obtuvo el artículo. 20 años.


Protocolo - Aislamiento de ADN reactivo TRI

El ADN se precipita a partir de la fase fenólica y la interfase de las muestras que se han homogeneizado (o lisado) en 1 ml de reactivo TRI (paso 5 del Protocolo de aislamiento de ARN). Después de una serie de lavados para eliminar el fenol residual, el sedimento de ADN se solubiliza en una solución alcalina suave y se ajusta el pH. Esta técnica funciona bien con muestras que contienen & gt10 μg de ADN.

  • 100% de etanol, grado ACS o mejor
  • Agua libre de nucleasas
  • Citrato de trisodio
  • NaOH
  • HEPES (ácido libre)
  • Tubos de centrífuga sin nucleasas de tamaño adecuado con cierres seguros, compatibles con fenol / cloroformo y capaces de resistir fuerzas centrífugas de 12.000 x g.
  • Solución de lavado de ADN: Citrato trisódico 0,1 M en etanol al 10% (no se requiere ajuste de pH), 2-3 ml por 1 ml de reactivo TRI utilizado en la homogeneización inicial:
  • 75% de etanol, 1,5–2 ml por 1 ml de reactivo TRI utilizado en la homogeneización inicial
  • NaOH 8 mM, 300-600 μl por 50-70 mg de tejido o 107 células
  • 0.1 M o 1 M HEPES (ácido libre), ver Tabla 1
  • A menos que se indique lo contrario, realice el procedimiento a temperatura ambiente.
  • El peso molecular del ADN recuperado depende de las fuerzas de cizallamiento aplicadas durante la homogeneización. Si se desea la recuperación de ADN de alto peso molecular, utilice un homogeneizador de ajuste holgado en el paso de homogeneización inicial del Protocolo de aislamiento de ARN. Evite el uso de un homogeneizador Polytron.
  • Si el ADN se aísla solo con fines cuantitativos: a) las muestras se pueden homogeneizar más vigorosamente, incluido el uso de un Polytron b) la fase fenólica y la interfase se pueden almacenar a 4 ° C durante unos días oa –70 ° C durante unos meses c) el ADN se puede solubilizar usando NaOH 40 mM en lugar de una solución 8 mM, y agitando el sedimento de ADN en lugar de pipetearlo.

El material de partida para este procedimiento contiene reactivo TRI, que contiene un veneno (fenol) y un irritante (tiocianato de guanidina). El contacto con el reactivo TRI provocará quemaduras y puede ser fatal.. Utilice guantes y otra protección personal cuando trabaje con el reactivo TRI.


Neurobiología de las citocinas

Dan Lindholm,. Eero Ċastrén, en Métodos en neurociencias, 1993

Soluciones

Tampón D (tampón desnaturalizante):

Tiocianato de guanidio (4 METRO)

Citrato de sodio (25 mMETRO), pH 7

Lauril sulfato de sarcosilo (0,5%)

Mezcle guanidio, citrato de sodio y sarkosyl, y guárdelos en tubos Falcon de 50 ml.

Antes de usar, agregue 360 ​​μl de 2-mercaptoetanol / 50 ml.

Cloroformo-alcohol isoamílico, 49: 1

ComponenteExistenciasPor 300 μlPor 600 μl
NaHPO4 (100 metrosMETRO), pH 7100 metrosMETRO30 μl60 μl
Glioxal desionizado 70 μl140 μl
Dimetilsulfóxido 200 μl400 μl
ComponenteExistenciasPor 20 mlPor 40 ml
Formamida desionizada (50%)100%10 ml20 ml
NaHPO4 amortiguador (50 mMETRO), pH 71 METRO1 ml2 ml
SSC (3 ×)20×6 ml12 ml
SDS (0,5%)10%1 ml2 ml
N / A2EDTA (5 mMETRO)0.5 METRO200 μl400 μl
ssDNA (250 μg / ml)10 mg / ml500 μl1 ml
Solución Denhardt & # x27s (5 ×)50×2 ml4 ml

Bioconversión enzimática de hesperidina cítrica por Aspergillus sojae naringinasa: solubilidad mejorada de hesperetina-7-O-glucósido con in vitro inhibición de la maltasa intestinal humana, HMG-CoA reductasa y crecimiento de Helicobacter pylori

Hesperetina-7-O-glucósido (Hes-7-G) fue producido por la conversión enzimática de hesperidina por Aspergillus sojae naringinasa debido a la eliminación de la ramnosa terminal. Los extractos de jugo de naranja y la cáscara que contienen la hesperidina fueron tratados de tal manera por esta enzima que la hesperidina también podría convertirse en Hes-7-G. La solubilidad de Hes-7-G en etanol al 10% se incrementó 55 y 88 veces en comparación con la hesperidina y la hesperetina, respectivamente, lo que puede hacer que Hes-7-G sea más biodisponible. Hes-7-G fue 1,7 y 2,4 veces mejor que la hesperidina y la hesperetina, respectivamente, en la inhibición de la maltasa intestinal humana. Hes-7-G fue 2 y 4 veces más potente que la hesperidina en la inhibición de la HMG-CoA reductasa humana. Además, Hes-7-G mostró una inhibición más eficaz del crecimiento de Helicobacter pylori que la hesperetina, mientras que su eficacia fue similar a la de la hesperidina. Por lo tanto, los resultados sugieren que el Hes-7-G bioconvertido es más efectivo y biodisponible que la hesperidina, ya que tiene propiedades inhibidoras y de solubilidad mejoradas.

Reflejos

► Hes-7-G podría convertirse de hesperidina por Aspergillus sojae naringinasa. ► Hes-7-G era mucho más soluble que la hesperidina y la hesperetina. ► Hes-7-G fue más potente que la hesperidina en la inhibición de la maltasa intestinal. ► Hes-7-G fue más potente que la hesperidina en la inhibición de la HMG-CoA reductasa.


Métodos

Declaración de Ética

Este estudio se llevó a cabo de acuerdo con las pautas aprobadas por el Comité de Cuidado y Uso Humanos por la Junta de Revisión Ética de la NASA y JAXA y la Junta de Revisión Multilateral de Investigación en Humanos (HRMRB). Todos los participantes proporcionaron su consentimiento informado por escrito.

Preparación de muestras de cabello

Diez astronautas de la Estación Espacial Internacional (ISS) participaron en el estudio. Estaban en la EEI en una misión de seis meses. Durante cada misión, se tomaron muestras de cinco mechones de cabello seis veces de cada astronauta. Los 6 tiempos de muestreo diferentes fueron los siguientes (Fig.1): primer Preflight (Lanzamiento (L) -180

3 meses antes del lanzamiento), segundo Preflight (L-60

14: de 2 meses a 2 semanas antes del lanzamiento), primer vuelo (L + 20

37: de 20 a 37 días después del lanzamiento), segundo A bordo (Retorno (R) -20

7: de 20117 a 7 días antes de la devolución), primer Postflight (R + 2

7: de 2 a 7 días después de la devolución), y segundo Postflight (R + 30

90: de 1 a 3 meses después de la devolución). Los días de muestreo diferían para cada astronauta debido a los diferentes horarios. En cada misión, se emparejaron dos astronautas y se recolectaron muestras individuales de cabello. Para cada muestra individual, se agarraron cinco mechones de cabello lo más cerca posible del cuero cabelludo y se sacaron con pinzas en la dirección del crecimiento del cabello sin dañar las raíces del cabello. Las muestras de Preflight y Postflight se almacenaron a -80 ° C hasta su análisis. Las muestras durante el vuelo se almacenaron en el congelador de laboratorio de menos ochenta grados en la ISS (MELFI) tan pronto como fue posible después de la recolección hasta que se devolvieron para su análisis.

Extracción de ARN

Las raíces del cabello (aproximadamente 2-3 mm) se utilizaron como fuente de ARNm extraído. Las raíces se cortaron en aproximadamente 15 fragmentos (0,1-0,2 mm cada uno) utilizando un cuchillo de microcirugía bajo un microscopio estereoscópico. Los fragmentos recolectados se sumergieron en 800 μl de reactivo ISOGEN (Nippon Gene Toyama, Japón) en tubos y se agitaron (15 segundos x 2 veces) utilizando un dispositivo de sonicación Bioruptor UCD-250 (Cosmo Bio Tokio, Japón). A continuación, se purificó el ARN de los lisados ​​capilares utilizando un kit ISOGEN de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Brevemente, los tubos se mantuvieron a temperatura ambiente durante 5 min, seguido de la adición de 200 µl de cloroformo. El proceso posterior de purificación de ARN se realizó de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Después del aislamiento, los sedimentos de ARN se lavaron con etanol al 70%, se secaron al aire y se resuspendieron en 10 μl de agua libre de ARN (Gibco-BRL Gaithersburg, MD). El ARN total se cuantificó a 260 nm usando un espectrofotómetro NanoDrop ND-1000 (NanoDrop Technologies Inc. Wilmington, DE). La calidad del ARN se determinó utilizando un Agilent Bioanalyzer 2100 (Agilent Technologies Palo Alto, CA). La relación de ARNr 28S: 18S y el número de integridad del ARN (RIN) se calcularon utilizando el software 2100 Expert y RIN Beta Version (Agilent Technologies), respectivamente.

Amplificación de ARN

Como la muestra de ARN extraída de las muestras de cabello era pequeña, se incorporó un paso de amplificación de ARN doble antes de la hibridación de microarrays. El ARN total se amplificó usando un kit de ARNa Ambion MessageAmp (Thermo Fisher Scientific Waltham MA, EE. UU.). Brevemente, se sintetizaron cDNA de primera y segunda hebra. El ARNa sin marcar fue generado por in vitro transcripción con NTP no biotinilados. Para la preparación de la sonda, el ARN se transcribió de forma inversa con cebadores de segunda ronda. El ADNc de la segunda hebra se sintetizó con cebadores oligo (dT) de T7 y se purificó. El ARNc marcado con biotina se generó mediante in vitro transcripción y purificado usando un kit RNeasy (Qiagen Venlo, Holanda).

Extracción de ADN de muestras de ARN de cabello

Las muestras de ADN de las raíces del cabello de los astronautas se extrajeron utilizando ISOGEN (Nippon Gene Toyama, Japón) del resto de las muestras de ARN extraídas de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Brevemente, se añadieron 0,3 ml de etanol al 100% a cada muestra, seguido de una incubación de 3 minutos a temperatura ambiente. Después de la centrifugación con una microcentrífuga refrigerada (Kubota modelo 3500 KUBOTA Tokio, Japón) en 2000 gramo y 4ºC durante 5 minutos, el precipitado en los tubos se lavó con 1 ml de citrato de sodio 0,1 M en etanol al 10% durante 30 minutos. Después de una centrifugación adicional a 2000 gramo y 4ºC durante 5 minutos, los precipitados se lavaron de nuevo con 1 ml de citrato de sodio 0,1 M en etanol al 10% durante otros 30 minutos. Los sedimentos de ADN aislados se lavaron con 1 ml de etanol y luego se centrifugaron a 2000 gramo y 4 ° C durante 5 minutos. Las muestras de ADN enjuagadas se secaron al aire y se resuspendieron en 50 µl de solución tampón de ácido tris-etilendiaminotetraacético (EDTA) (solución TE). Para cuantificar la cantidad de ADN, se midieron las velocidades de absorbancia a 260 nm utilizando un espectrofotómetro U-1900 (Hitachi High-Tech Science Tokio, Japón). También se midió la relación de absorbancia de 260 nm / 280 nm de las muestras de ADN para determinar la calidad del ADN.

Medición de las relaciones mtDNA / nDNA, mtRNA / nRNA y mtRNA / mtDNA

La proporción de ADN mitocondrial (mt) y nuclear (n) y la proporción de ARNmt y ARNn de las raíces del cabello de los astronautas se analizaron mediante PCR cuantitativa basada en SYBR Green (qPCR). Las muestras de ADN y ARN descritas anteriormente se utilizaron para qPCR. Se utilizaron diez nanogramos de ADN para detectar mt o nDNA, y se utilizaron 2 ng de RNA para detectar mt o nRNA. Las reacciones de qPCR se realizaron con el sistema de detección de secuencias ABI Prism 7000 (Applied Biosystems Foster City, CA, EE. UU.) Utilizando un kit QuantiTect SYBR Green PCR (QIAGEN Valencia, CA, EE. UU.) Según lo recomendado por el fabricante, excepto por las siguientes modificaciones. Para ND1 y GAPDH amplificación, la temperatura de desnaturalización fue de 95 ° C, el tiempo de desnaturalización fue de 15 segundos, la temperatura de recocido fue de 55 ° C, el tiempo de recocido fue de 30 segundos, la temperatura de elongación fue de 72 ° C y el tiempo de elongación fue de 40 segundos.

Subunidad 1 de NADH deshidrogenasa (ND1) se utilizaron cebadores para detectar mtDNA o mtRNA, y gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa (GAPDH) se utilizaron cebadores para detectar nDNA o nRNA. Estas secuencias de cebadores son las siguientes.

ND1 F: 5′-ACCCCCGATTCCGCTACGACCAAC-3 ′,

ND1 R: 5′-GGTTTGAGGGGGAATGCTGGAGAT-3 ′,

GAPDH F: 5′-GGGCAAGGTCATCCCTGAGCTGAA-3 ′,

GAPDH R: 5'-TCTAGACGGCAGGTCAGGTCCACC-3 '.

Cálculo de las proporciones de mtDNA / nDNA, mtRNA / nRNA y mtRNA / mtDNA

Las proporciones de mtDNA / nDNA, mtRNA / nRNA y mtRNA / mtDNA se calcularon utilizando las ecuaciones siguientes. El ciclo de umbral (Ct) se define como "el número de ciclo fraccional en el que la fluorescencia generada por SYBR Green pasa por encima de un umbral fijo".

Relación de mtDNA / nDNA y relación de mtRNA / nRNA = 2 ^ (GAPDH Ct-ND1 Ct).

Relación de mtRNA / mtDNA = (mtRNA / nRNA) / (mtDNA / nDNA).

Mediciones de expresiones génicas MnSOD, CuZnSOD, Nrf2, Keap1, GPx4 y catalasa

Las reacciones de qPCR se realizaron con el sistema de detección de secuencias ABI Prism 7000 (Applied Biosystems Foster City, CA, EE. UU.) Utilizando un kit QuantiTect SYBR Green PCR (QIAGEN Valencia, CA, EE. UU.). GAPDH se utilizó para el control. Las condiciones de PCR fueron las siguientes: Para MnSOD, Nrf2, Keap1, GPx4 amplificación, la temperatura de desnaturalización fue de 95 ° C, el tiempo de desnaturalización fue de 15 segundos, la temperatura de recocido y alargamiento fue de 60 ° C, el tiempo de recocido y elongación fue de 1 minuto. Para CuZnSDO amplificación, la temperatura de desnaturalización fue de 95 ° C, el tiempo de desnaturalización fue de 30 segundos, la temperatura de recocido fue de 55 ° C, el tiempo de recocido fue de 30 segundos, la temperatura de elongación fue de 72 ° C y el tiempo de elongación fue de 30 segundos. Para Catalasa amplificación, la temperatura de desnaturalización fue de 95 ° C, el tiempo de desnaturalización fue de 10 segundos, la temperatura de recocido fue de 55 ° C, el tiempo de recocido fue de 30 segundos, la temperatura de elongación fue de 72 ° C y el tiempo de elongación fue de 40 segundos. Se utilizó GAPDH como amplificación de control. Estas secuencias de cebadores son las siguientes.

MnSOD F: 5′-TTCTGGACAAACCTCAGCCCTAACGGT-3 ′

MnSOD R: 5′-AACAGATGCAGCCGTCAGCTTCTCCTTAAA-3 ′

CuZnSOD F: 5′-CATTGCATCATTGGCCGCACACTG-3 ′

CuZnSOD R: 5′-ACCACAAGCCAAACGACTTCCAGC-3 ′

Nrf2 F: 5′-GTGGCTGCTCAGAATTGCAGAAAAAGAAAA-3 ′

Nrf2 R: 5′-TGTTTTTTCAGTAGGTGAAGGCTTTTGTCA-3 ′

Keap1 F: 5′-CCATGAAGCACCGGCGAAGTGCC-3 ′

Keap1 R: 5′-GTCTGTATCTGGGTCGTAACACTCCAC-3 ′

GPx4F: 5′-GAGCCAGGGAGTAACGAAGAGATCAAA-3 ′

GPx4R: 5′-TCACGCAGATCTTGCTGAACATATCGAATT-3 ′

Catalasa F: 5′-TGACTACGGGAGCCACATCCAGGC-3 ′

Catalasa R: 5′-TCACAGATTTGCCTTCTCCCTTGC-3 ′

GAPDH F: 5′-GGGCAAGGTCATCCCTGAGCTGAA-3 ′,

GAPDH R: 5'-TCTAGACGGCAGGTCAGGTCCACC-3 '.

Análisis estadístico

Los análisis estadísticos se realizaron utilizando la prueba F de Scheffe. Todos pag los valores inferiores a 0,05 se consideraron estadísticamente significativos.


Nota del editor: Springer Nature permanece neutral con respecto a los reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Figura 1 complementaria Estructuras de rayos X de TIRR-53BP1 y NUDT16TI-53BP1.

a, Se muestran las cuatro moléculas TIRR y dos 53BP1-Tudor en la unidad asimétrica. B, Se muestran las dos moléculas NUDT16TI y dos 53BP1-Tudor en la unidad asimétrica

Figura 2 complementaria Conformaciones del bucle de unión a TIRR 53BP1 y la región del bucle correspondiente en NUDT16.

Izquierda: alineación de la secuencia de aminoácidos del bucle de unión de TIRR 53BP1 con la región correspondiente de NUDT16. Derecha: superposición estructural de las regiones de bucle en TIRR (azul) y NUDT16 (gris). Se destacan Pro104 y Arg105 en NUDT16 y los residuos de interacción clave 53BP1 Pro105 y Arg107 en TIRR. También se muestran los residuos de 53BP1 que interactúan con TIRR Pro105 y Arg107.

Figura complementaria 3 Un bucle flexible en TIRR (residuos 101-107) es muy específico para la interacción 53BP1.

Gel teñido con plata (a) e inmunotransferencia (B) de proteínas asociadas TIRR-FH y TIRR-Loop-FH purificadas del extracto nuclear soluble de células U2OS para análisis espectrométrico de masas. TIRR-Loop-FH corresponde a TIRR-FH mutado para albergar la región del bucle de NUDT16 (véase la Fig. 2 complementaria). Los datos de espectrometría de masas se encuentran en la Tabla complementaria 1

Figura 4 complementaria recombinación de cambio de clase en células B estimuladas.

Se muestran gráficos de citometría de flujo representativos de los datos presentados en la Fig.5h

Figura complementaria 5 Comparación de las estructuras de rayos X de TIRR-53BP1 y NUDT16TI-53BP1.

a, Superposición de las estructuras TIRR – 53BP1 y NUDT16TI – 53BP1 con TIRR en azul, NUDT16TI en azul claro y 53BP1 en naranja. Las α-hélices C-terminales en el homodímero TIRR (mostradas en gris) no existen en NUDT16TI. B, Detalles de las interfaces de unión TIRR-53BP1 y NUDT16TI-53BP1 que ilustran la notable similitud entre los dos complejos. Misma codificación de colores que en una.


Hidrólisis enzimática y sacarificación y fermentación simultáneas de intermedios de procesamiento de soja para la producción de etanol y concentración de proteínas y lípidos

Los carbohidratos en la soja son generalmente indeseables debido a su baja digestibilidad y porque “diluyen” componentes más valiosos (proteínas, lípidos). Para eliminar estos carbohidratos y elevar el título de componentes más valiosos, se investigó la producción de etanol. Enzimas comerciales (celulasa Novozyme, β-glucosidasa y pectinasa) a la soja molida (SB), la harina de soja (SBM), las cáscaras de soja (SH) y las hojuelas blancas de soja (WF) a una tasa de carga de sólidos del 10% para cuantificar el glucano hidrolizado. La sacarificación dio como resultado reducciones de glucano del 28%, 45%, 76% y 80% (SBM, SB, SH, WF, resp.). Se realizaron ensayos de sacarificación y fermentación simultánea (SSF) al 5%, 10%, 15% y 20% de carga de sólidos con Saccharomyces cerevisiae NRRL Y-2034 y Estipitis por Scheffersomyces NRRL Y-7124, con proteína, fibra y lípidos analizados en SSF 10% sólidos y ensayos de sacarificación. S. cerevisiae y S. stipitis producido

2,5–8,6 g / L de etanol, respectivamente, en SB, SBM y WF en todas las tasas de carga de sólidos. SH resultó en títulos de etanol más altos para ambos S. cerevisiae (

9-23 g / L) y S. stipitis (

9,5-14,5 g / L). Las concentraciones de proteínas disminuyeron entre un 2.5 y un 10% para SB, SBM y WF, pero aumentaron entre un 53% y un 55% en SH. Las concentraciones de aceite aumentaron en

1. Introducción

La soja es uno de los cultivos más valiosos del mundo debido a su alto contenido de aceite y proteínas, lo que permite una amplia variedad de usos. El aceite de soja se utiliza como ingrediente de alimentos y piensos, así como en la producción de cosméticos [1–4] y biodiésel [5]. La proteína de soja es muy digestible y se ha utilizado en piensos para el ganado y la acuicultura, junto con muchos alimentos para humanos [6-10]. Los suplementos de proteína de soja se promueven en la dieta humana debido a sus muchos beneficios para la salud [9, 11-15].

A diferencia del aceite y las proteínas, los carbohidratos que se encuentran en la soja (

10% de peso seco), son en gran parte indeseables debido a su baja digestibilidad [16]. La estaquiosa y la rafinosa, dos de los principales carbohidratos de la soja, no son digeribles por los seres humanos ni por otros monogástricos, pero pueden ser fermentadas por la flora natural en el tracto intestinal, provocando una molesta acumulación de gases [17-19]. La estaquiosa y la rafinosa también pueden disminuir la digestibilidad de los alimentos que las contienen [17]. La presencia de estos carbohidratos también diluye eficazmente la concentración de proteína y aceite en la soja.

En muchos países, la soja se "tritura" y luego se extrae con hexano u otros disolventes para separar el aceite de soja de los sólidos (es decir, harina de soja, SBM). La SBM tiene un contenido de proteína de aproximadamente el 45% y se usa ampliamente como alimento para el ganado. La soja se puede procesar posteriormente mediante extracción con etanol para eliminar los carbohidratos, lo que da como resultado un concentrado de proteína de soja (SPC) que contiene al menos un 65% de proteína [18]. Este es un proceso caro y los azúcares eliminados tienen poco uso, pero el SPC es mucho más digerible y tiene un precio de 2 a 2,5 veces el de SBM.

Como alternativa al lavado con etanol, evaluamos la sacarificación y bioconversión de carbohidratos de soja en etanol. Esto crearía un producto adicional para ayudar a compensar los costos de procesamiento, mientras se hace uso de un material subutilizado (carbohidratos de soja). Se probaron enzimas hidrolíticas comerciales y levadura en soja y tres fracciones de la instalación de extracción de aceite de soja. Planteamos la hipótesis de que gran parte de las proteínas o los lípidos utilizados por la levadura como nutrientes quedarían en los sólidos finales como masa de células de levadura. Además, esperábamos un aumento en el contenido de proteínas debido a la conversión de carbohidratos en proteína celular.

2. Materiales y métodos

2.1. Sustratos

Los sustratos probados incluyeron soja entera, cáscara de soja, hojuelas blancas y harina de soja desgrasada. Estos se obtuvieron como obsequio de South Dakota Soybean Processors, Volga, SD, EE. UU. La Figura 1 muestra un diagrama de flujo de proceso simplificado del procesamiento de soja con solventes orgánicos para indicar la fuente de los sustratos. Los sustratos se trituraron usando un tamiz Wiley Mill (2 mm) y se almacenaron a temperatura ambiente. Estos sustratos fueron sometidos a análisis aproximados por Olson Agricultural Analytical Laboratories en la Universidad Estatal de Dakota del Sur en Brookings, SD, EE. UU. Y los resultados se muestran en la Tabla 1.


2.2. Enzimas

Las enzimas se obtuvieron como obsequio de Novozymes (Franklinton, NC, EE. UU.). NS 50013 (Celluclast 1,5 L) es un cóctel de celulasa con una actividad de 70 FPU / g. NS 50010 (Novozyme 188) es un β-glucosidasa con una actividad de 250 CBU / g. NS 22016 es un cóctel de pectinasas con una actividad de 3800 U / mL. Las enzimas se almacenaron a 4 ° C antes de su uso.

2.3. Levadura

Saccharomyces cerevisiae NRRL Y-2034 y Estipitis por Scheffersomyces Los NRRL Y-7124 se obtuvieron de la Colección de Cultivos ARS del USDA (Peoria, IL, EE. UU.). Para el mantenimiento a corto plazo, los cultivos se cultivaron en placas de agar dextrosa de papa (PDA) y se inclinaron durante 72 ha 35 ° C y luego se almacenaron a 4 ° C, con subcultivo de los organismos cada 4 semanas. Se utilizó la liofilización en una solución de sacarosa al 20% para el almacenamiento a largo plazo.

El inóculo para todos los ensayos se preparó inoculando asépticamente glucosa al 5% estéril, caldo de extracto de levadura al 0,5% (100 ml en un matraz Erlenmeyer de 250 ml) con una alícuota del 1% (v / v) para S. cerevisiaeo 5% (v / v) para S. stipitis, de cultivos de semillas de caldo almacenados a 4 ° C. Los matraces para el inóculo se incubaron durante 24 ha 35 ° C en un agitador rotatorio de 250 rpm. Los cultivos de semillas en caldo se cultivaron durante 24 ha 250 rpm antes de la refrigeración y se usaron dentro de los 60 días para inocular matraces para el inóculo.

2.4. Tampones y antibióticos

Los ensayos de sacarificación y SSF se llevaron a cabo en un tampón de citrato de sodio 0,1 M estéril con el pH ajustado a 4,8 usando H concentrado2ASI QUE4. Se preparó una solución madre de 10 mg / ml de tetraciclina HCl (etanol al 70% y esterilizada por filtración) y se almacenó a -20 ° C, de la cual se utilizaron 0,4 ml / 100 ml del volumen total de prueba para prevenir la contaminación bacteriana. Se preparó una solución madre de cicloheximida 10 mg / ml (esterilizada por filtro) y se almacenó a 4 ° C, de la cual se utilizaron 0,3 ml / 100 ml del volumen total de prueba para el control de la contaminación en las pruebas de sacarificación únicamente.

2.5. Sacarificación de fracciones de soja

Los ensayos de sacarificación se realizaron mezclando 15 g de sustrato molido con 75 ml de tampón de citrato de sodio 0,1 M estéril, junto con soluciones de tetraciclina y cicloheximida en matraces Erlenmeyer de 250 ml equipados con tapones de goma. El pH de las soluciones se ajustó a 5,0 utilizando H concentrado.2ASI QUE4 o NaOH 12 M. Los tapones se perforaron con agujas de jeringa de calibre 21 y Whatman 0.2 μm filtros de jeringa. Las dosis de enzimas por gramo de glucano incluyeron 23,2 FPU de NS 50013, 41 CBU de NS50010 y 500 U de NS 22016. La Tabla 2 proporciona un resumen de los niveles de glucano encontrados en la literatura para cada fracción de soja, y estos fueron promediados para calcular la dosis de enzima. La Tabla 3 muestra el volumen de enzimas utilizadas para cada sustrato. Se añadió agua desionizada estéril a cada matraz para llevar el volumen total a 150 ml, lo que dio como resultado una tasa de carga de sólidos del 10%. Los ensayos de sacarificación se realizaron durante 96 h en un agitador alternativo a 50 ° C ajustado a 250 rpm. Se utilizaron matraces que carecían de enzimas como controles para determinar el tipo y la cantidad de carbohidratos que se liberarían por solubilización.

2.6. Sacarificación y fermentación simultáneas de fracciones de soja

Los sustratos molidos (15, 30, 45 o 60 g) se mezclaron con 150 ml de tampón de citrato de sodio 0,1 M estéril, junto con una cantidad adecuada de solución de tetraciclina en matraces Erlenmeyer de 500 ml equipados con tapones de goma que se perforaron con una jeringa de calibre 21. agujas y unido a Whatman 0.2 μm filtros de jeringa. El pH se ajustó a 5,0 usando H concentrado2ASI QUE4 o NaOH 12 M. Los sustratos no se esterilizaron en autoclave en un esfuerzo por preservar la integridad de las proteínas y los carbohidratos evitando la reacción de Maillard [25] y conservando los parámetros más probables para aplicaciones industriales. Las dosis de enzimas por gramo de glucano incluyeron 23,2 FPU de NS 50013, 41 CBU de NS 50010 y 500 U de NS 22016. La tabla 2 muestra la cantidad de sustrato, fibra y enzimas utilizadas a la tasa de carga del 5% para cada sustrato. Las cantidades de estos componentes aumentaron proporcionalmente a los niveles de carga de sólidos más altos. Se añadió agua desionizada estéril para llevar el volumen total a 297 ml, y luego 3 ml de un cultivo de 24 h de S. cerevisiae o S. stipitis fue añadido. Los matraces se incubaron durante 96 h en un agitador alternativo a 35 ° C ajustado a 250 rpm. También se incluyeron matraces de control sin enzimas para evaluar la producción de etanol a partir de los carbohidratos libres liberados de los sustratos. Estos controles se prepararon de la misma manera que se describió anteriormente, excepto que los volúmenes de enzimas se reemplazaron con agua desionizada estéril.

2.7. Métodos analíticos

Las muestras (5–10 ml) se extrajeron asépticamente de los matraces a las 0, 2, 4, 6, 12, 24, 48, 72 y 96 h. Las muestras se hirvieron durante 5 minutos para inactivar las enzimas y luego se centrifugaron a 2400 xg durante 10 minutos. Después de congelar durante 24 ha -20 ° C, las muestras se descongelaron, se centrifugaron de nuevo a 13.000 rpm durante 15 min y el sobrenadante se filtró a través de 0,2 μm filtro de jeringa en viales del inyector automático de HPLC.

Los carbohidratos se analizaron usando un HPLC Waters 1200 con una columna Waters Sugar-pak I y un detector de índice de refracción. La fase móvil de la columna Sugar-pak I fue EDTA cálcico 0,0001 M fluyendo a una velocidad de 0,5 ml / min, con la columna a 65 ° C. Las concentraciones de etanol se determinaron usando un HPLC Waters 717 con una columna Aminex HPX-87H y un detector de índice de refracción Waters 2410 (RID). La fase móvil fue de 0.005 M H2ASI QUE4 fluyendo a una velocidad de 0,6 mL / min, con la columna a 65 ° C.

Al final de las pruebas de sacarificación y SSF, en los experimentos de tasa de carga de sólidos al 10%, las lechadas de todas las réplicas de una prueba se combinaron y se evaporaron hasta sequedad en un horno a 80 ° C durante 96 h. Olson Agricultural Analytical Laboratory Services (Universidad Estatal de Dakota del Sur, Brookings, SD, EE. UU.) Realizó un análisis aproximado de los sólidos.

2.8. Análisis de los datos

Los ensayos de sacarificación se realizaron en réplicas de seis, mientras que los ensayos de SSF se realizaron por triplicado. Los parámetros analizados incluyeron concentración máxima de etanol, productividad de etanol y carbohidratos residuales. La diferencia porcentual del contenido de fibra, proteína y lípidos en comparación con el sustrato original se calculó utilizando las fórmulas que se enumeran a continuación. Los carbohidratos residuales se corrigieron restando los resultados de carbohidratos adicionales que resultaron de enzimas desnaturalizadas o tampón. Los gráficos y cálculos se realizaron en Microsoft Excel 2007. (i) Productividad de etanol (g / L / h) = (Concentración máxima neta de etanol) / Tiempo. (ii) Diferencia de porcentaje de componente (%) = ((% de lechada seca después del ensayo) - (% de sustrato original)) /% de sustrato original.

3. Resultados y discusión

3.1. Sacarificación de fracciones de soja

La Tabla 4 muestra la composición de los cuatro sustratos de soja después de la sacarificación de 96 h. Los ensayos (seis réplicas) se realizaron a una tasa de carga de sólidos del 10%, con y sin enzimas. Los niveles de carbohidratos solubles en el caldo sacarificado se determinaron mediante HPLC para cada replicación individual. Después de la sacarificación, los sólidos de las seis repeticiones de cada tratamiento se combinaron, secaron y analizaron para determinar los niveles de fibra, proteína y lípidos. Se calculó la diferencia porcentual para las concentraciones de fibra, proteína y lípidos, en comparación con el sustrato antes de la sacarificación.

Como se esperaba, la presencia de enzimas resultó en niveles más altos de carbohidratos solubles para cada uno de los sustratos, en comparación con los ensayos de control que carecen de enzimas. Esta diferencia fue estadísticamente significativa para todos los sustratos excepto las escamas blancas y también se correlacionó con la reducción en el contenido de fibra. Los frijoles enteros contenían la menor concentración de fibra, debido a la presencia de lípidos y proteínas. En consecuencia, los carbohidratos solubles fueron los más bajos y solo se observó una reducción moderada en el porcentaje de fibra. La eficiencia de la sacarificación enzimática en los granos crudos puede haberse reducido por la falta de cualquier efecto de pretratamiento que proporciona la operación típica de procesamiento de soja. Por otro lado, las cáscaras contenían el nivel más alto de fibra y, por lo tanto, respondieron de manera más significativa a la hidrólisis enzimática, produciendo el nivel más alto de carbohidratos y la mayor reducción porcentual de fibra.

En el proceso de trituración de la soja, después de la extracción del aceite, los sólidos se denominan escamas blancas. Luego, este material se calienta para eliminar el hexano residual e inactivar ciertos factores antinutricionales. Luego se pueden agregar niveles bajos de cascarilla a las escamas blancas para reducir el contenido de proteína a

45%. Este material se llama luego harina de soja. Por lo tanto, las hojuelas blancas y la harina de soja son relativamente similares en composición y anticipamos resultados similares con la sacarificación. Como se puede ver en la Tabla 4, la harina de soja resultó en carbohidratos solubles más altos y un mayor efecto de la adición de enzimas. Quizás esto se debió al tratamiento térmico adicional y / o la presencia de algunos cascos.

No se esperaba que los niveles de proteínas y lípidos en las muestras cambiaran significativamente, ya que solo se agregaron pequeñas cantidades de enzimas, tampones y otros componentes y se recuperaron los sólidos totales. El único cambio significativo esperado fue la conversión de fibra en azúcares solubles como se describió anteriormente. Los cambios en los niveles de proteína relativos variaron de −14% a + 11% y no mostraron tendencias significativas. Los niveles de lípidos en los frijoles enteros aumentaron de 4.5% a 12.9%, nuevamente probablemente debido a una mayor solubilización durante el proceso de sacarificación. Los niveles de lípidos en los otros materiales fueron muy bajos y, por lo tanto, una ligera variabilidad en los valores resultó en grandes cambios porcentuales.

3.2. Sustrato de soja SSF

Each substrate was subjected to SSF treatment using four different concentrations of substrate (5%, 10%, 15%, or 20% solid loading rate (SLR)) as well as either S. cerevisiae o S. stipitis. Enzyme dosages were normalized based on glucan levels and control trials lacking enzymes were also performed. Carbohydrate and ethanol titers were monitored throughout each 96 h SSF. After SSF, the replicates from the 10% solid loading rate treatments were combined and dehydrated for fiber, protein, and lipid analysis by Olson Agricultural Analytical Laboratory Services.

Figure 2 shows that the maximum ethanol titer of both yeasts increased as the SLR of soybeans was increased from 5% to 20%, as was expected. In most treatments, S. cerevisiae produced more ethanol than S. stipitis (maxima of 12.357 g/L ± 5.213 for S. cerevisiae with enzymes, 7.726 g/L ± 1.167 for S. stipitis). However, the difference was only significant in the 15% SLR trial with enzymes and the 20% SLR trial without enzymes. The presence of enzymes enhanced ethanol levels, but was only statistically significant in the 5% SLR trials. The high degree of variability in the 15% and 20% SLR trials was likely due to the high viscosity of these trials, which reduced mixing efficiency.


Maximum ethanol titer from soybeans after 96 h SSF or fermentation 1 . 1 Error bars represent one standard deviation.

Figure 3 shows the corresponding ethanol productivities for the soybean SSF or fermentation trials, which were calculated at the time of maximum ethanol concentration. As expected, ethanol productivities also increased as SLRs increased from 5% to 20%. In most comparisons, S. cerevisiae had significantly higher productivities compared to S. stipitis. Ethanol productivities were actually higher in many of the enzyme-free trials (maxima of 0.397 g/L/h ± 0.127 for S. cerevisiae and 0.134 g/L/h ± 0.107 for S. stipitis, both 15% SLR without enzymes), suggesting that enzymatic hydrolysis of the nonpretreated soybean was the rate limiting factor.


Ethanol productivity from soybeans after 96 h SSF or fermentation 1 . 1 Error bars represent one standard deviation.

Figure 4 shows the total residual carbohydrate levels after 96 h SSF or fermentation. The levels of residual carbohydrates increased as the SLR increased, reflecting an accumulation of stachyose, raffinose, or partial hydrolysis products of the oligosaccharides. This was due to the inability of either yeast to fully catabolize the oligosaccharides [26]. S. cerevisiae can hydrolyze the fructose residue from both stachyose and raffinose by use of invertase [27, 28], but cannot hydrolyze the other bonds. S. stipitis does not produce invertase and cannot catabolize either oligosaccharide. In most treatments, total residual carbohydrate levels were similar between yeasts however, at the 10% and 20% SLR trials with enzymes, S. stipitis accumulated significantly higher carbohydrate levels than S. cerevisiae. Also expected were the higher carbohydrate levels in enzyme-hydrolyzed trials compared to enzyme-free trials. The highest carbohydrate concentration was 20% SLR with enzymes and S. stipitis (18.76 g/L ± 5.501), and the lowest was 5% SLR without enzymes with S. cerevisiae (1.96 g/L ± 0.661).


Residual carbohydrates from soybeans after 96 h SSF or fermentation 1 . 1 Error bars represent one standard deviation.

Figures 5–7 show the maximum ethanol titers, ethanol productivities, and residual carbohydrate levels for SSF and fermentation trials with hulls. Since the hulls contain primarily fiber, and lower levels of oligosaccharides than the other soybean fractions, we anticipated that ethanol production would be enhanced. Figure 5 shows a statistically significant difference in ethanol production between SSF trials with versus without enzymes as well as increased ethanol production as the SLR increased (except between 15% and 20% SLR). S. cerevisiae outperformed S. stipitis at the higher SLRs, perhaps due to increased ethanol tolerance. Maximum concentrations obtained were 23.177 g/L ± 10.148 for S. cerevisiae and 14.501 g/L ± 6.748 for S. stipitis. As with the beans, the hulls were highly viscous at the higher SLRs, making proper mixing of the slurry very difficult, adding to the variability of the trials.


IHC Troubleshooting Guide

The following image provides an example of IHC staining.

Immunohistochemistry of formalin-fixed paraffin-embedded (FFPE) cancer tissue. Analysis was performed to compare Connexin 43 membrane staining in FFPE sections of human lung adenocarcinoma (right) compared to a negative control without primary antibody (left). To expose target proteins, heat-induced epitope retrieval (HIER) was performed using 10 mM sodium citrate (pH 6.0), followed by heating in a microwave for 8 to 15 minutes. After HIER, tissues were blocked in 3% H2O2 in methanol for 15 minutes at room temperature, washed with distilled H2O and PBS, and then probed overnight at 4°C in a humid environment with an Invitrogen Connexin 43 monoclonal antibody (Cat. # 13-8300), diluted 1:20 in PBS/3% (w/v) BSA. Tissues were washed extensively in PBS buffer containing 0.05% (v/v) Tween-20 (PBST). Detection was performed using an HRP-conjugated secondary antibody followed by chromogenic detection using DAB as the substrate. The sections were counterstained with hematoxylin and dehydrated with ethanol and xylene prior to mounting.

The following points are provided to help identify the cause of high background staining, which results in a poor signal-to-noise ratio. See also the additional notes sections at the bottom of this page for more information.

Cause: Endogenous enzymes

Incubate a test tissue sample with the detection substrate alone for a length of time equal to that of the antibody incubation. A strong background signal suggests interference from endogenous peroxidases or phosphatases.

  • Solución: Quench endogenous peroxidases with 3% H2O2 in methanol or water or use a commercial kit, such as Thermo Scientific Peroxidase Suppressor.

Endogenous phosphatases can be inhibited with the endogenous alkaline phosphatase inhibitor, levamisole.

Cause: Endogenous biotin or lectins

High background can occur when endogenous biotin is not blocked prior to adding the avidin–biotin–enzyme complex.

If the ABC complex is made with avidin, the highly-glycosylated protein can bind to lectins in the tissue sample.

  • Solución: Block endogenous lectins with 0.2 M alpha-methyl mannoside in dilution buffer. Alternatively, use streptavidin or Thermo Scientific NeutrAvidin Protein instead of avidin, because both are not glycosylated and won't bind to lectins.

Cause: Secondary antibody cross-reactivity or nonspecific binding

The secondary antibody may show a strong or moderate affinity for identical or similar epitopes on non-target antigens.

  • Solución: If normal serum from the source species for the secondary antibody is used to block the tissue, then increase the serum concentration to as high as 10% (v/v), if necessary. If you are blocking with another reagent (BSA, nonfat dry milk), then add 2% (v/v) or more normal serum from the source species for the secondary antibody. Alternatively, reduce the concentration of the biotinylated secondary antibody.

Egg white, which contains avidin, was often used to coat slides, dilute antibodies or block tissue samples because it is a readily available and inexpensive source of carrier proteins. It is used very rarely nowadays.

  • Solución: Avoid using egg whites to prevent egg white–based avidin from binding biotinylated secondary antibody during IHC staining. Synthetic tissue adhesives as well as avidin-free antibody diluents and blocking buffers are readily available.

Cause: Issues with the primary antibody

Nonspecific interactions between the primary antibody and non-target epitopes in the tissue sample occur regularly during incubation but at a level that does not influence background staining. A high primary antibody concentration will increase these interactions and thus increase nonspecific binding and background staining.

The primary antibody may also show a strong or moderate affinity for identical or similar epitopes on non-target antigens.

  • Solución: Increase the blocking buffer composition and/or concentration, or use a different primary antibody.

The primary antibody diluent may contain little or no NaCl, which helps to reduce ionic interactions.

  • Solución: Add NaCl to the blocking buffer/antibody diluent so that the final concentration is between 0.15 M and 0.6 M NaCl. The best NaCl concentration to use will have to be determined empirically.

Aprende más

Seleccionar productos

See also the additional notes sections at the bottom of this page for more information.

Cause: Enzyme–substrate reactivity

Even when the tissue sample is properly prepared and labeled, the enzyme–substrate reaction must occur for the chromogenic precipitate to form. Deionized water can sometimes contain peroxidase inhibitors that can significantly impair enzyme activity. Additionally, buffers containing sodium azide should not be used in the presence of HRP. Finally the pH of the substrate buffer must be appropriate for that specific substrate.

A simple test to verify that the enzyme and substrate are reacting properly is to place a drop of the enzyme onto a piece of nitrocellulose and then immediately dip it into the prepared substrate. If the enzyme and substrate are reacting properly, a colored spot should form on the nitrocellulose.

Solución: Change the enzyme diluent and/or prepare substrate at the proper pH and repeat the test.

Cause: Primary antibody potency

Primary antibodies generally lose affinity for the target antigen over time, either due to protein degradation or denaturation caused by long-term storage, microbial contamination, changes in pH or harsh treatments (e.g., freeze/thaw cycles).

Test the primary antibody for potency by staining tissue samples known to contain the target antigen with various concentrations of the primary antibody do the test concurrently with the test sample. If the positive control is not positive for the target antigen at all, then this suggests that the primary antibody has lost potency. In fact, it is good laboratory practice to always run a positive control sample through your staining protocol along with the experimental samples.

Solución: Ensure that the antibody diluent pH is within the specified range for optimum antibody binding (7.0 to 8.2) and that the antibody is stored according to the manufacturer's instructions. To prevent contamination of your antibody solutions, wear gloves when dispensing antibodies, and use sterile pipette tips, if appropriate. Even if you store your antibodies in a refrigerator, always divide them into separate small aliquots. This prevents contamination or loss of the whole vial of antibody if a problem arises.

Cause: Secondary antibody inhibition

While high concentrations of the secondary antibody can increase background staining, extremely high concentrations can have the opposite effect and reduce antigen detection.

To test if the secondary antibody concentration is inhibitory, stain positive control samples using decreasing concentrations of the secondary antibody. An increase in signal as the concentration decreases suggests that antibody concentration is too high.

Solución: Reduce the concentration of the secondary antibody.

If the diluent and/or blocking solution contains antigen-neutralizing antibodies, such as those found in serum, then the antibodies will block secondary antibody binding.

Solución: Remove the neutralizing antibodies or change to a different diluent and/or blocking solution.


Ocurrió un error al configurar su cookie de usuario

Este sitio utiliza cookies para mejorar el rendimiento. Si su navegador no acepta cookies, no podrá ver este sitio.

Configuración de su navegador para aceptar cookies

Hay muchas razones por las que una cookie no se pudo configurar correctamente. A continuación se muestran las razones más comunes:

  • Tiene las cookies deshabilitadas en su navegador. Debe restablecer su navegador para aceptar cookies o para preguntarle si desea aceptar cookies.
  • Su navegador le pregunta si desea aceptar cookies y usted las rechazó. Para aceptar cookies de este sitio, use el botón Atrás y acepte la cookie.
  • Su navegador no admite cookies. Pruebe con un navegador diferente si sospecha esto.
  • La fecha en su computadora es pasada. Si el reloj de su computadora muestra una fecha anterior al 1 de enero de 1970, el navegador olvidará automáticamente la cookie. Para solucionar este problema, configure la fecha y la hora correctas en su computadora.
  • Ha instalado una aplicación que supervisa o bloquea la instalación de cookies. Debe deshabilitar la aplicación al iniciar sesión o consultar con el administrador del sistema.

¿Por qué este sitio requiere cookies?

Este sitio utiliza cookies para mejorar el rendimiento recordando que ha iniciado sesión cuando va de una página a otra. Para proporcionar acceso sin cookies, el sitio debería crear una nueva sesión para cada página que visite, lo que ralentiza el sistema a un nivel inaceptable.

¿Qué se almacena en una cookie?

Este sitio no almacena nada más que una identificación de sesión generada automáticamente en la cookie, no se captura otra información.

En general, solo la información que usted proporciona, o las elecciones que hace mientras visita un sitio web, se pueden almacenar en una cookie. Por ejemplo, el sitio no puede determinar su nombre de correo electrónico a menos que elija escribirlo. Permitir que un sitio web cree una cookie no le da a ese ni a ningún otro sitio acceso al resto de su computadora, y solo el sitio que creó la cookie puede leerlo.


Ver el vídeo: How to prepare 1% sodium hydroxide NaOH, 5% NaOH, 10% NaOH solutions: Calculation and Explanation (Agosto 2022).