Información

Identificación de especies: Araña

Identificación de especies: Araña



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Por lo general, me buscaría a mí mismo, pero necesito estar súper Estoy seguro de la identificación porque necesito saber si necesito traer un exterminador aquí o no. (Creo que podría ser una araña doméstica gigante, pero no dejes que influya en tu análisis).

Así que vivo en la parte norte de Irlanda (a unos 40 minutos de Derry, Irlanda del Norte, en el condado de Donegal) y fui al baño para recibir una sorpresa MUY divertida esta mañana. Era esta maravillosa araña en mi baño. Como referencia, el borde de las gafas en las que se muestra tiene un diámetro de 8 a 8,5 cm.

La pierna faltante tampoco fue culpa mía, fui muy amable con la araña y la solté afuera después de la sesión de fotos. (Advertencia: estas son tomas macro de dicha araña)





Más fotos de alta resolución disponibles en mi Flickr (SolarLunix).


Parece una araña domésticaTegenaria domestica)


Las imágenes en la pregunta son de una araña doméstica gigante, como se hipotetiza en la pregunta. (Eratigena duellica/atrica/Saeva). Estos (junto con la araña vagabunda,Eratigena agrestis) no tienen bandas ni anulaciones en las patas (franjas o anillos oscuros / claros).

La araña en la otra respuesta deTegenaria domestica(siempre) exhibe bandas en las piernas. Entonces, no es la araña en cuestión.

AmbosEratigenayTegenariapertenecen a la familia de los tejedores de embudo.


Laboratorio de arañas de Binford

La riqueza química y la diversidad de los venenos de araña los convierten en temas interesantes para comprender cómo la evolución genera novedades. Nuestra investigación financiada por la National Science Foundation utiliza enfoques integradores y evolutivos para comprender mejor los patrones de diversidad en el veneno de araña. Los estudiantes participan en análisis evolutivos del veneno de araña en todos los niveles del proceso. Esto incluye recolectar una variedad de arañas en el campo, hacer análisis de proteínas de los venenos y usar enfoques moleculares para estudiar los genes que codifican las proteínas del veneno. También estamos estudiando la historia evolutiva de las propias arañas para crear un marco que podamos usar para analizar la evolución del veneno. Los estudiantes también analizan los efectos de los venenos en las presas de insectos y observan el comportamiento de búsqueda de alimento de las arañas. Estos datos ayudan a comprender mejor el papel que juega el veneno en la inmovilización de presas y cómo varía entre las especies de arañas.

Loxósceles de Guinea, África Occidental

Nuestra investigación actual se centra en la reclusa parda y sus parientes (Loxósceles). Hemos descubierto que la toxina en venenos de Loxosceles que causa lesiones dermonecróticas (esfingomielinasa D o SMase D) también está presente en venenos de algunas especies del género estrechamente relacionado. Sicarius. Esto significa que esta toxina probablemente se originó en un antepasado de estos dos tipos de arañas. Este conocimiento nos ayuda a comprender mejor la variedad de especies relacionadas con la reclusa parda que es capaz de causar lesiones cuando estos animales muerden a las personas. Saber cómo varía la toxina entre las especies puede ayudar a facilitar el desarrollo de tratamientos que funcionarán para las picaduras de todos los miembros de este grupo de arañas.

Usamos métodos filogenéticos moleculares para reconstruir las relaciones evolutivas entre especies de Loxósceles y Sicarius y utilizar esas relaciones como marco para comprender la evolución molecular de SMaseD dentro de sus venenos. Según investigaciones anteriores, sabemos que Sicarius y Loxósceles compartió un ancestro común en el oeste de Gondwana, el antiguo supercontinente que se separó para convertirse en América del Sur, África, Australia, la Antártida y la India. Esto significa que SMase D se originó hace más de 100 millones de años y ha tenido mucho tiempo para evolucionar y diversificarse. Las relaciones filogenéticas de estas arañas también muestran que Loxósceles comenzó a diversificarse antes de que África y América del Sur se separaran y algunas especies africanas están más estrechamente relacionadas con las especies de América del Sur que con otras especies africanas. Esto significa que el SMase D en sus venenos es más similar al SMase D de América del Sur. Loxósceles que a la de otras especies africanas. Esta información es directamente aplicable al desarrollo de antivenenos que sean efectivos en un amplio rango geográfico.

Además de nuestro principal programa de investigación, también nos interesan temas como la delimitación de especies y la influencia de la historia geológica en la distribución actual de Loxósceles y Sicarius. Trabajar con estas arañas ha inspirado la investigación tangencial del biodescubrimiento sobre temas que van desde la morfología funcional de los diminutos pelos (setas) de Sicarius que utilizan para adherir arena a sus cuerpos para camuflarse (en colaboración con Kellar Autumn) para el aislamiento y caracterización de pequeñas neurotoxinas del veneno de araña (en colaboración con Niko Loening).

& # xA0 & # xA0 & # xA0 Nuestra investigación está financiada por la National Science Foundation.


Los investigadores identifican especies de arañas capaces de cambiar de color

"Ha sido una especie fascinante de estudiar", dice el profesor de Biología de Ball State, Gary Dodson, sobre la araña cangrejo de banda blanca que cambia de color.

Una especie de araña cangrejo puede cambiar lentamente su color para que coincida con su fondo cuando caza, una habilidad rara en el reino animal, dice un profesor de Ball State University.

Gary Dodson, profesor de biología de Ball State, y Alissa Anderson, quien se graduó con una maestría en 2012 de Ball State, fueron los primeros en medir la tasa de cambio de color en la araña cangrejo de banda blanca, un arácnido con el nombre científico de Misumenoides formosipes. Anderson ahora está cursando su doctorado en la Universidad de Nebraska. Su estudio fue publicado recientemente en la revista Entomología ecológica.

Como parte del proyecto de investigación, Anderson tomó fotografías digitales de la araña cangrejo mientras los especímenes blancos se posaban sobre flores amarillas en Ball State's Cooper Farm, un área fuera del campus con una rica diversidad de hábitats biológicos para la educación ambiental y la investigación de campo.

"Esta especie de centolla es una de las pocas que puede cambiar reversiblemente el color de su cuerpo de una manera que para el ojo humano resulta en una coincidencia con las flores en las que emboscan a sus presas", dijo Dodson. "Sabíamos que las hembras, pero no los machos, pueden cambiar entre el blanco y el amarillo según el entorno. Pero no sabíamos qué tan rápido sucedió eso".

Los investigadores utilizaron el software Adobe Photoshop para recopilar datos sobre la capacidad de las arañas para cambiar de color, midiendo el tiempo que tarda el animal en cambiar de blanco a varios tonos de amarillo.

Sin embargo, descubrieron que era más difícil para las arañas cangrejo amarillo igualar su fondo blanco en comparación con sus contrapartes blancas. Una posible respuesta es que la transformación de blanco a amarillo es menos dañino fisiológicamente que lo contrario.

Dodson también señaló que esta especie de araña cangrejo exhibe uno de los ejemplos más extremos de dimorfismo de tamaño sexual en todos los animales. Las hembras, que son del tamaño de un "grano gordo de maíz", son 20 veces más grandes en masa que los machos. Los machos pequeños se convierten en adultos antes que las hembras y luego van en busca de parejas a través de un hábitat físicamente complejo.

"Las habilidades acrobáticas son críticas, ya que deben trepar y hacer puentes, trepando a través de las líneas de seda enviadas a través de los espacios entre las plantas", dijo Dodson. "No pueden ver a las hembras, pero las encuentran a un ritmo que la búsqueda aleatoria no podría explicar. Documentamos que los machos optimizarán sus búsquedas moviéndose hacia el olor de una especie de flor en la que las hembras sedentarias cazan presas".

También descubrió que los machos de arañas cangrejo superan en número a las hembras y varios pretendientes se reunirán alrededor de las hembras a punto de convertirse en adultos. Los machos a menudo se involucran en peleas que resultan en la pérdida de miembros y, a veces, en la muerte.

"Determinamos que primero en llegar, el tamaño corporal y la experiencia previa en la competencia son predictores de quién ganará las peleas y permanecerá cerca de la mujer", dijo Dodson. "También pudimos documentar otro comportamiento sorprendente de estas arañas: que los machos beben néctar. Esto se ha determinado desde entonces para varias otras especies. En general, ha sido un animal fascinante de estudiar".


Identificación de especies

Los estudiantes seleccionan un área, identifican las especies que viven allí y completan un inventario de especies.

Aquí se enumeran los logotipos de los programas o socios de NG Education que han proporcionado o contribuido con el contenido de esta página. Programa

1. Haga que los estudiantes miren la galería de fotos y la ilustración.
Muestre a los estudiantes la galería de fotos. Pedir: ¿Que estan haciendo los estudiantes? Dígales a los estudiantes que están identificando especies en el campo. Luego, pida a los estudiantes que miren la ilustración del zorro y el lobo. Explique que ambos están relacionados con el perro doméstico, por lo que comparten algunos rasgos o características comunes. Pero algunas características físicas los distinguen. Los zorros tienen orejas más grandes, patas más delgadas, patas más pequeñas y una cola más esponjosa. Los zorros también son más pequeños en longitud, altura y peso que los lobos. Pedir: Cual es el zorro?

2. Haga que los estudiantes elijan un área.
Pida a los estudiantes que seleccionen un & # 8220habitat & # 8221 familiar, como un salón de clases, una casa o un patio de recreo. Explique que usarán habilidades de observación y registro para completar un inventario de especies de esta área.

3. Revise los tipos de organismos.

Repase con los estudiantes los tipos de organismos vivos que podrían buscar, incluidas diferentes especies de plantas, árboles, pastos, mamíferos, reptiles, insectos o aves. Escriba sus ideas en la pizarra.

4. Haga que los estudiantes hagan una lluvia de ideas sobre tipos adicionales de organismos.
Pida a los estudiantes que hagan una lluvia de ideas y piensen en otros organismos que podrían estar en el medio ambiente pero que son más difíciles de detectar e identificar sin herramientas como microscopios, por ejemplo, hongos, bacterias o virus. Agregue sus ideas a la lista de la pizarra.

5. Haga que los estudiantes tomen notas y usen recursos para identificar especies.
Haga que los estudiantes tomen notas en papel de escribir mientras identifican organismos en su "hábitat" seleccionado. Recuerde a los estudiantes que encontrar e identificar a menudo son pasos separados. Anime a los estudiantes a usar la biblioteca u otros recursos para identificar las especies que encuentren. Pídales que agreguen bocetos y etiquetas a sus notas.

6. Haga que los estudiantes reflexionen sobre la identificación de su especie.
Pida a los estudiantes que discutan cómo identificaron las especies. Pídales que comuniquen los detalles que conducen a su identificación, por ejemplo, & # 8220 Vi un error y conté ocho patas, así que supe que era una araña. & # 8221


Arañas sinantrópicas comunes en California

Una colección de arañas que se encuentran comúnmente en el Área de la Bahía, reunida por el Dr. Stephen Lew. Tenga en cuenta que para el ojo inexperto muchas arañas se ven similares & # 8211 tener una araña en la mano será mucho más fácil de identificar que una foto borrosa de un teléfono celular y tratar de recordar cómo se veía huir. Las arañas también son acusadas de morder a las personas (o algo peor), pero muy pocas veces se ha presenciado esto.

Otros recursos web:

Aphonopelma spp. (Theraphosidae) & # 8211 & # 8220Tarantula & # 8221

Todas las tarántulas nativas de California pertenecen al género Aphonopelma. A menudo se encuentran en los filtros de piscinas. Las hembras viven en madrigueras y ocasionalmente son desenterradas en jardines. A menudo se ve a los machos vagando en busca de hembras en el otoño. [Izquierda: Aphonopelma sp. (foto: Robyn Waayers), derecha: Aphonopelma sp. (foto: Will Chatfield-Taylor)]

Calisoga longitarsus (Nemesiidae) & # 8211 & # 8220 Araña Calisoga, & # 8221 & # 8220 Tarántula falsa. & # 8221

& # 8220 No puedo & # 8217 creerlo & # 8217 ¡no es una tarántula! & # 8221 A menudo se confunde con una tarántula, Calisoga es más pequeño y no puede trepar por superficies lisas. Encontrado con mucha frecuencia en las colinas de Oakland. Existe una variación considerable de color y forma. El similar Calisoga thevenetti se ve con menos frecuencia. Al igual que con las tarántulas, las arañas suelen estar escondidas de forma segura en sus madrigueras, y es más probable que se encuentren machos errantes. [fotos: Stephen Lew]

Dysdera crocata (Dysderidae) & # 8211 & # 8220Sow-bug killer & # 8221

Una invasora mediterránea, esta araña se encuentra generalmente debajo de la madera o la corteza. [foto: Peter J. DeVries]

Pholcus phalangioides y amp Holocnemus pluchei (Pholcidae) & # 8211 & # 8220 araña de bodega & # 8221

Las arañas de sótano sinantrópicas comunes en California son invasoras europeas, los folcidos nativos son mucho más pequeños. A veces se confunde con & # 8220daddy patas largas & # 8221, que no son arañas, sino Opiliones (& # 8220harvestment & # 8221). Pholcus se puede distinguir de Holocnemo (& # 8220 araña de células marmoleadas) por el abdomen concolor gris / marrón. Sus redes son enredos irregulares. Cuando se les molesta, las arañas suelen girar en sus redes. [izquierda: Pholcus (foto: Jerome Rovner), derecha: Holocnemo (foto: I.R. Lindsey)]

Latrodectus herperus (Theridiidae) & # 8211 & # 8220 viuda negra & # 8221

Esta es la única araña que es probable que encuentre en California cuyo veneno es médicamente significativo. El reloj de arena rojo puede ser amarillo o naranja, y es posible que no tenga la forma de un reloj de arena. Los machos y las hembras inmaduras no son de color negro sólido y tienen atractivos patrones de mármol en el abdomen. Hace una red enredada de teridiidos típica. [foto: Bryan Reynolds]

Steatoda grossa &erio Steatoda nobilis (Theridiidae) & # 8211 & # 8220 viuda falsa & # 8221

Otras dos invasoras europeas, estas arañas parecen estar desplazando a nuestras viudas negras nativas en áreas urbanas. Estas arañas tienen aproximadamente el mismo tamaño y forma que una viuda negra, pero son marrones con un ligero brillo púrpura. Hacen típicas redes de enredos de teridiidos. Izquierda: Steatoda grossa [foto: Cheryl Moorehead], derecha: Steatoda nobilis [foto: Grant Boyadjian].

Parasteatoda tepediorum (Theridiidae) & # 8211 & # 8220 Araña de casa americana & # 8221

Un invasor común, se cree que es de América del Sur. Hace una red enredada de teridiidos típica. [foto: Tom Adams]

Araneus diadematus (Araneidae) & # 8211 & # 8220cross orbweaver & # 8221, & # 8220 Araña de jardín europea & # 8221

Otra invasora europea, esta araña puede llegar a ser bastante imponente en tamaño y densidad a fines del otoño. Hace una gran red de orbe vertical. [foto: Diogo Verissomo]

Cyclosa conica (Araneidae) & # 8211 & # 8220trashline orbweaver & # 8221

Este orbweaver decora su red orbe vertical con una línea de escombros, en la que se esconden los sacos de huevos y arañas. [foto: Stephen Lew]

Argiope spp. (Araneidae) & # 8211 & # 8220silver garden spider & # 8221, & # 8220yellow garden spider & # 8221, & # 8220banded garden spider & # 8221

Común en los jardines, hace una red orbe con llamativos, brillantes, radiantes & # 8220stabilimenta & # 8221. [izquierda: plata, Argiope argentata (foto: Sean McCann), medio: amarillo, Argiope aurantia (foto: Jo-Ann Ordano), derecha: bandas, Argiope trifasciata (foto: Bruce Marlin)]

Zygiella x-notata (Araneidae) & # 8211 & # 8220 sector faltante orbe tejedor & # 8221

Otra invasiva común, esta araña hace una red orbe vertical con dos sectores faltantes, que parece una pizza a la que le falta una sola rebanada. [foto: Ian Pembroke]

Neriene digna (Linyphiidae) & # 8211 & # 8220money spider & # 8221

Hay muchos linifidos y la taxonomía es un verdadero desastre. Las telarañas de linifíidos suelen ser láminas planas debajo de las cuales la araña cuelga boca abajo. Neriene digna (foto de la pareja cortejando, macho a la izquierda) es particularmente común en el Área de la Bahía en la primavera. [foto: Stephen Lew]

Agelenopsis spp. (Agelenidae) y # 8211 y # 8220 arañas de hierba y # 8221

Las telarañas de hierba son omnipresentes en arbustos de hoja perenne y hierba alta. Las densas telarañas forman una hoja que se estrecha a un tubo o embudo donde la araña se esconde esperando presa en su telaraña. Sus primos (Tegenaria spp., Agelenidae), incluidas la araña doméstica y la araña vagabunda, son más comunes en interiores en algunas partes de los estados del oeste. La franja clara en el caparazón de las arañas herbáceas se puede confundir con algunas arañas lobo (Lycosidae). Sin embargo, las arañas lobo no construyen telarañas para capturar presas. [Fotos: Ray A. Akey (izquierda), Marian Cronen (derecha)]

Pardosa spp. (Lycosidae) & # 8211 & # 8220 arañas lobo & # 8221

Las arañas lobo son difíciles de identificar incluso para el género sin un microscopio, pero la mayoría de las que se encuentran alrededor de las casas resultan pertenecer al género. Pardosa. A menudo se ve a las hembras cargando sus sacos de huevos en sus hileras o llevando arañitas en la espalda. Las arañas lobo no hacen una telaraña a excepción del Sossipus que se ve con poca frecuencia y que hace una telaraña. [Fotos: Lynette Schimming (izquierda), Joyce Gross (derecha)]

Anachemnis spp. y Titiotus spp. (Zoropsidae)

Los zoropsidos (también conocidos como tengelidos) a veces se confunden con la reclusa parda (que no ocurre en California), pero carecen del patrón en forma de violín en el caparazón y tienen ocho ojos en lugar de seis. Titiotus californicus (arriba) es la especie más común de esta familia en el Área de la Bahía. [foto: Heather Lee]

Zoropsis spinimana (Zoropsidae) & # 8211 & # 8220zoropsids & # 8221

Un invasor mediterráneo recién llegado, ahora encontrado en el Área de la Bahía. Para obtener más información, lea la página de información de UC IPM para Zoropsis spinimana. [izquierda: mujer (foto: Anca Mosoiu), derecha: hombre (Omeuceu)]

Badumnas longinua (Desidae) & # 8211 & # 8220black house spider & # 8221

Esta araña invasora es originaria de Australia y Nueva Zelanda. La red es una malla, a menudo con un patrón de celosía distintivo, que se ve comúnmente en postes de cercas, letreros de calles y espejos laterales. [foto: Stephen Lew]

Peucetia viridans (Oxyopidae) & # 8211 & # 8220 araña lince verde & # 8221

Común en jardines. A menudo se le ve guardando sacos de huevos. Visto con menos frecuencia es P. longipalpis. las arañas lince no hacen telarañas. [foto: Tom Murray]

Cheiracanthium spp. (Eutichuridae) & # 8220araña de saco amarillo & # 8221

Cheiracanthium inclusum (en la foto aquí) es común en entornos agrícolas, y C. mildei es común en los hogares. Se asocian de forma anecdótica con envenenamientos levemente sintomáticos, pero no hay estudios ni datos que lo respalden. Las arañas de saco amarillo no forman una red, pero pueden crear una cámara de muda visible. [fotos: Jim Berrian]

Misumena vaita (Thomisidae) y # 8211 y # 8220 araña cangrejo y # 8221

De color que va del blanco al amarillo, Misumena las especies a menudo se encuentran sobre o debajo de las flores donde esperan a su presa. En lugar de hacer telarañas, estas arañas son depredadores que se sientan y esperan. [foto: Stephen Lew]

Olios spp. (Sparassidae) & # 8211 & # 8220sparassids & # 8221

[fotos: Glenn y Martha Vargas (izquierda), I.R. Lindsey (derecha)]

Phidipo spp. (Salticidae) & # 8211 & # 8220 arañas saltarinas & # 8221


Arañas del mundo: una historia natural

Las arañas se encuentran entre las criaturas más versátiles del planeta, habitan en seis de los siete continentes y prosperan en entornos que van desde desiertos y selvas tropicales hasta tundra y ciudades árticas. Arañas del mundo es una mirada cautivadora a estos arácnidos maravillosamente adaptables e infinitamente intrigantes, escritos por seis de los principales expertos en arañas del mundo. Esta historia natural asombrosamente ilustrada presenta una gran cantidad de fotos en color espectaculares y cubre una impresionante variedad de especies de arañas de todo el mundo, describiendo sus comportamientos, características y adaptaciones evolutivas notables. Una introducción incisiva y atractiva proporciona una visión general invaluable del mundo y las arañas # 8217s, seguida de perfiles detallados que abarcan más de 100 familias de arañas y se presentan taxonómicamente. Cada perfil está organizado filogenéticamente e incluye hermosas fotografías para ilustrar varias especies dentro de la familia. También hay mapas de distribución, tablas de hechos esenciales y comentarios que destacan diversos aspectos de la biología de las arañas, lo que hace Arañas del mundo un volumen indispensable para quien quiera aprender más sobre estas maravillosas criaturas.

  • Proporciona una vista ricamente ilustrada de arañas de todas las formas y tamaños de todo el mundo.
  • Cuenta con cientos de fotos y diagramas en color.
  • Abarca más de 100 familias de arañas y cubre una variedad de especies diferentes
  • Explora el comportamiento, los atributos, la biología y la evolución de las arañas.
  • Incluye mapas de distribución, tablas de hechos esenciales, comentarios informativos y más
  • Involucra y educa a los lectores sobre la historia natural única de las arañas.

Premios y reconocimientos

  • Mención de honor para la Dartmouth Medal, Reference and User Services Association of the American Library Association

"Desde la primera página hasta la última, este libro es un proeza. Lo recomiendo mucho ".—David Gascoigne, TravelsWithBirds.com

"Una introducción intrigante e ilustrativa a ... el mundo de las arañas".—Jim Williams, Tribuna de las estrellas

"Muy recomendable."Elección

"Atractivo. El libro conciso y entretenido de Platnick será una adición popular a las bibliotecas de aracnólogos y naturalistas interesados ​​en el mundo de los bichos". - P. E. Cushing, coeditor de Arañas de América del Norte: un manual de identificación

Libros relacionados


Identificación de especies: Araña - Biología

Las arañas, como muchos otros invertebrados, tradicionalmente han sufrido una falta de atención por parte de los profesionales de la conservación y el público en general. Sin embargo, a medida que se dispone de más información, los científicos están adquiriendo una mejor comprensión del papel integral de las arañas en los sistemas naturales y de la necesidad de mejorar los esfuerzos de protección.

Aproximadamente 3,500 especies de arañas, con 350 adicionales aún no descritas, existen en los Estados Unidos y Canadá (Roth 1993). Son depredadores abundantes en muchos ecosistemas terrestres, con estimaciones de poblaciones en hábitats de campo que se acercan a un millón de individuos por hectárea (Bristowe 1971). Casi todas las arañas son depredadores generalistas, principalmente comen insectos y, en segundo lugar, otras arañas (Wise 1993), algunas se han convertido en especialistas (Nentwig 1986). Algunas especies más grandes pueden incluso alimentarse ocasionalmente de pequeños ratones, pájaros y lagartijas.

Las especies de arañas individuales no poseen las características de las especies de control natural exitosas, ya que la mayoría son generalistas y tienen tiempos de generación prolongados en comparación con las especies de presa (Riechert y Lockley 1984). Sin embargo, cuando se las ve como un conjunto, las arañas pueden jugar un papel importante en la estabilización o regulación de las poblaciones de insectos porque son uno de los insectívoros más numerosos y exhiben una amplia variedad de estilos de vida y estrategias de alimentación (Nyffeler et al. 1994 para revisiones ver Riechert y Lockley 1984 Nyffeler y Benz 1987 Wise 1993). Las arañas poseen las características de los depredadores que pueden contribuir a la limitación independiente de la densidad de las presas, incluida la auto-amortiguación, altos niveles de polifagia y ciclos de vida que son asincrónicos a los de las especies de presa (Riechert y Bishop 1990). Si bien el control biológico por parte de las arañas no se ha demostrado claramente en los sistemas naturales, se han encontrado pruebas en los ecosistemas agrícolas en varios estudios (Riechert y Bishop 1990 Breene et al. 1993), y se han medido los beneficios para los productores primarios (Carter y Rypstra 1995 ).

Además, las arañas son una importante fuente de alimento para aves, lagartijas, avispas y otros animales. En un estudio de artrópodos del tronco, las arañas proporcionaron una fuente de alimento relativamente constante durante todo el año para las aves que rebuscan corteza (Peterson et al. 1989). Hogstad (1984) demostró que las arañas eran la principal fuente de alimento de invierno para los reyezuelos (Regulus regulus). Además, la seda de araña es importante para las especies de aves para la construcción de nidos. 24 de las 42 familias de aves paseriformes y casi todas las especies de colibríes dependen de la seda de arañas y orugas para la construcción de nidos (Hansel 1993).

Estado de conservación actual

Varias especies de arañas han sido reconocidas como raras o dignas de preocupación en tres listas diferentes de especies amenazadas: la Ley de Especies en Peligro de Extinción (ESA), las Listas Rojas de la UICN y las listas compiladas por The Nature Conservancy y los Programas de Patrimonio Natural.

Solo dos arañas han sido incluidas en la lista de la ESA, la araña Tooth Cave (Neoleptoneta myopica) de Texas y la araña de musgo abeto-abeto (Microhexura montivaga) de Appalachia. Dos especies, la araña de las cavernas de Warton (Cicurina wartoni) de Texas y la araña lobo de las cavernas de Kauai (Adelocosa anops) de Hawái se consideran candidatas para incluir diecisiete especies adicionales que se incluyeron como especies candidatas C2 antes de que se eliminara esta categoría.

La Lista Roja de Animales Amenazados de la UICN de 1996 incluye ocho arañas estadounidenses. Una araña aparece como En peligro, tres se consideran Vulnerables y cinco como Datos insuficientes (sin información suficiente para seleccionar una categoría adecuada).

The Nature Conservancy, en cooperación con la Red de Programas de Patrimonio Natural (NHP) y Centros de Datos de Conservación, mantiene una de las bases de datos biológicas más completas del hemisferio occidental. Esta base de datos incluye rangos de prioridad de conservación a nivel mundial, nacional y estatal (Master 1991). Solo se están rastreando 114 especies de arañas en estas bases de datos, con 57 rangos de prioridad asignados, lo que ilustra claramente la falta de información compilada sobre el estado de las arañas. De estas, 40 especies se consideran de interés nacional, y 29 especies se consideran en peligro o en peligro crítico (The Nature Conservancy 1997). Las otras 11 especies se consideran raras y no necesariamente en peligro, pero seis de ellas tienen cierta incertidumbre con respecto a su estado.

El nivel de protección otorgado a las especies de arañas de ninguna manera está completamente documentado o completo. Si bien solo las dos especies enumeradas en la ESA reciben protección federal directa, varias especies que se consideran raras o amenazadas están indirectamente protegidas por otros medios. Algunas especies de cuevas raras en Virginia Occidental, como la araña de las cavernas de los Apalaches (Porrhomma cavernicolum), reciben protección en virtud de estar ubicadas en cuevas con los murciélagos de orejas grandes de Virginia (Plecotus townsendii virginianus) protegidos por el gobierno federal (S. Blackburn, West Virginia NHP) , comunicación personal 1996). Otras especies tienen poblaciones dentro de tierras federales protegidas (p. Ej., Microhexura montivaga en el Parque Nacional Great Smoky Mountains) (Harp 1992), tierras administradas por organizaciones de conservación (p. Ej., La araña lobo excavadora de McCrone, Geolycosa xera, en Lake Apthorpe Nature Conservancy Preserve, Florida) (Edwards 1992b) y otras tierras de propiedad privada (por ejemplo, la araña lobo Rosemary, Hogna ericeticola, en la Reserva Ordway de la Universidad de Florida) (Reiskind 1987).

Pérdida y degradación del hábitat

Las arañas, como la mayoría de los invertebrados terrestres, se ven afectadas por la alteración del hábitat, como la deforestación, la agricultura, el pastoreo y la urbanización (Wells et al. 1983). Por ejemplo, la tala de bosques reduce la abundancia de arañas y cambia drásticamente la composición de la comunidad de arañas (Coyle 1981 McIver et al. 1992).

La pérdida y degradación del hábitat amenazan a la araña lobo de las cavernas de Kauai, que vive en los hábitats de tubos de lava de Hawai (Howarth 1983b). El desarrollo turístico y las actividades agrícolas dañan a la especie al contaminar las aguas subterráneas y enterrar las cuevas de lava. La destrucción de la vegetación de la superficie elimina las raíces de las plantas, que es una importante fuente de alimento para la fauna de las cuevas.

Los invertebrados de las cuevas en Texas, incluida la araña de la cueva de los dientes, en peligro de extinción, enfrentan amenazas similares como resultado del desarrollo, como el colapso o el llenado de cuevas, las inundaciones debido al desbordamiento de las alcantarillas y el vandalismo (Chambers y Jahrsdoerfer 1988). Estas son preocupaciones para otras especies de cuevas, a menudo raras (por ejemplo, Nesticus spp. En Appalachia y Cicurina spp. En Texas) también. Muchas arañas de Florida, como la araña lobo de embudo de Lake Placid (Sossipus placidus), la araña lobo excavadora de McCrone, la viuda roja (Latrodectus bishopi) y la araña lobo excavadora de Escambia (Geolycosa escambensis) están amenazadas por el desarrollo urbano y la invasión de plantaciones de cítricos. (Edwards 1992a, b, c Marshall 1992).

La evidencia también sugiere que las carreteras pavimentadas y las vías férreas pueden actuar como barreras lineales para la dispersión, aislando algunas especies de arañas cursores en fragmentos de hábitat (Mader et al. 1990). La magnitud de este efecto depende de otras capacidades de dispersión (por ejemplo, hinchamiento) de la especie.

La introducción de especies exóticas puede tener graves consecuencias directas e indirectas para las especies nativas. Las especies de hormigas exóticas son quizás una de las especies exóticas más invasoras, con muchos informes de efectos sobre especies de invertebrados nativos (New 1995). Por ejemplo, Gillespie y Reimer (1993) demostraron que las especies endémicas de arañas hawaianas (Tetragnatha spp.) Son extremadamente susceptibles al ataque de especies de hormigas exóticas y su presencia puede restringir su hábitat natural. Otras especies depredadoras, como chinches, cucarachas y hormigas rojas, que a menudo acompañan al desarrollo humano, también pueden ser amenazas para la araña Tooth Cave y otra fauna de las cuevas de Texas en peligro de extinción (Chambers y Jahrsdoerfer 1988 Stanford y Shull 1993).

La introducción de especies también puede tener efectos indirectos sobre las poblaciones de arañas. El exótico bálsamo lanudo adelgid (Adelges piceae) está diezmando el bosque de abetos y abetos en el que existe la araña de musgo abeto-abeto en peligro de extinción, disminuyendo el dosel del bosque, que proporciona una cobertura vital para el hábitat sensible de la estera de musgo de la araña (Fridell 1995).

El uso de plaguicidas ha disminuido las poblaciones de arañas en los agroecosistemas, lo que afecta la capacidad de las arañas para controlar las especies de plagas (Riechert y Lockley 1984 Clausen 1990 Young y Edwards 1990). Los fertilizantes también pueden cambiar la composición y la actividad de la comunidad de arañas (Kajak 1978). La contaminación química del agua subterránea puede tener efectos especialmente nocivos en las arañas de las cavernas y se ha citado como una amenaza para varios artrópodos en peligro de extinción, incluida la araña Tooth Cave (Chambers y Jahrsdoerfer 1988 Stanford y Shull 1993).

Se ha propuesto que la lluvia ácida es un factor que contribuye al declive de los bosques de abetos y abetos de los Apalaches, lo que afecta a la araña musgo abetos y abetos (Fridell 1995). Además, la pérdida de agujas en los bosques de abetos, debido a la contaminación del aire, afecta la composición de las especies de arañas en las especies que viven en abetos (Gunnarson 1988).

Esfuerzos de conservación actuales

Los esfuerzos de protección federal se centran actualmente en las dos arañas incluidas en la lista de la ESA. Las estrategias y acciones de conservación implementadas pueden ser representativas de las necesarias para la protección de otras especies de arañas e ilustrar algunos desafíos en la conservación de invertebrados.

La araña Tooth Cave es una pequeña araña blanquecina (1,6 mm de longitud) que se encuentra en dos (y posiblemente dos más) cuevas en el condado de Travis, Texas (O'Donnell et al. 1994). El desarrollo inminente en las cercanías de esta cueva y sistema kárstico provocó la inclusión de la araña como en peligro de extinción junto con otros cuatro invertebrados de cuevas de Texas en septiembre de 1988. Se aprobó un plan de recuperación para estos invertebrados.

La naturaleza reservada de la mayoría de las especies de cuevas dificulta la evaluación del tamaño y la distribución de la población, ya que muchos individuos pueden residir en espacios humanamente inaccesibles (Howarth 1983a). Las necesidades especiales de las especies de cuevas y karst, incluida la alta humedad (casi el 100%), las temperaturas estables y la dependencia de las comunidades de la superficie y los insumos, crean una tarea de conservación compleja (O'Donnell et al. 1994).

Además de la prospección continua para quizás descubrir poblaciones adicionales, se planean muchas otras medidas de conservación para proteger a la araña Tooth Cave y la fauna asociada (O'Donnell et al. 1994). Los esfuerzos de protección del hábitat están planificados en áreas alrededor de las cuevas habitadas con la esperanza de limitar la contaminación y el agotamiento de nutrientes. Se ha instalado una puerta cerrada en Tooth Cave (la primera cueva en la que se encontró la araña) para evitar el vandalismo. Se han examinado varias técnicas para controlar las poblaciones de hormigas de fuego exóticas, incluida el agua caliente y varios productos químicos, y se necesita investigación adicional para determinar la efectividad y cualquier efecto adverso en la araña. Se espera que el desarrollo de estas técnicas de conservación ayude en la protección futura de numerosas especies de cuevas raras y amenazadas.

The spruce-fir moss spider is a tiny (3-5 mm adult size) mygalomorph spider (a group of spiders commonly called 'tarantulas') that is restricted to moist but well-drained moss mat habitats in high-elevation spruce-fir forests of southern Appalachia (Harp 1992). The spider was listed as endangered in February 1995, after exhaustive assessments of population size and distribution revealed only four sites that harbored the species with only one relatively stable population identified (Fridell 1995). Another population has recently been discovered by a group led by Dr. F. Coyle of Western Carolina University (J. Harp, personal communication 1996). A Recovery Plan has yet to be completed, and major challenges to conservation include the complex threats to the spider's fragile habitat and limited information on the natural history, ecology, and genetics of the species.

To assess the threats to the spider's habitat by the balsam wooly adelgid, a monitoring study of the infestation was initiated on the site of the one viable spruce-fir moss spider population. Early results of this study indicate that the level of infestation may require a quicker management response than had been earlier thought (J. Thompson, NC Nature Conservancy, personal communication 1996). Possible responses to this threat include experimental techniques such as insecticidal soaping of trees and transplanting of spider populations to uninfested sites. The effectiveness and viability of these new techniques remains unknown, however.

Due to its secretive nature, little information has been collected on feeding and breeding habits, life span, or dispersal ability of spruce-fir moss spiders. This lack of knowledge contributes to the difficulty in relocation and pursuing another conservation technique: captive breeding. A captive breeding program was initiated in 1992 at the Louisville Zoological Park, and while techniques in maintaining the species in captivity have advanced, successful long-term captivity and reproduction has not yet occurred (J. Harp, personal communication 1996). Proper techniques might need to be learned through the use of a related, non-endangered species, M. idahoana .

Spider conservation needs

A major obstacle for spider conservation is a lack of public support, possibly due to fears and ignorance. For example, in a survey asking whether participants would favor the protection of an endangered spider if it meant increased costs to an energy development project, only 34% of those surveyed said yes, while a bird, cougar, crocodile, plant, and snake fared more favorably (Kellert 1986). Fears can be addressed through pointing out that only a few easily identifiable species pose a threat to humans. By stressing beauty and interesting behaviors and qualities, attitudes towards these invertebrates may change (Robinson 1991).

Several public exhibits, for example the Louisville Zoo's Arachnid Exhibit and the traveling Smithsonian exhibit, "Spiders!," are helping to promote public interest and understanding. In addition, the Terrestrial Invertebrate Taxonomic Advisory Group of the American Zoo and Aquarium Association has an Arachnid Specialist Group which is developing both education programs and conservation plans for arachnids in North American zoos (Wolfe and Mason 1995).

Key development and systematics

A lack of keys for the identification of U.S. spiders remains a major impediment for conservation. Kaston (1978) provided a key to 223 genera, but no key to species. A key to the 515 genera in the U.S. has been completed by Roth (1993). A key to species by Kaston (1981) attempts to identify all species in the New England region. Information for other regions and species are buried in hundreds of technical taxonomic literature, much of which is unobtainable or rare with existing keys to species geographically limited, outdated or unreliable (Coddington et al. 1990). Development of identification keys will allow non-specialists to conduct spider inventories.

Riechert et al. (1985) and Coddington et al. (1990) both report that fewer than two dozen competent arachnid taxonomists are available for identification services of arachnids other than mites and ticks, few comprehensive museum collections exist, and little or no funding for systematic studies is available. For example, many Texas cave species that may be threatened and in need of conservation attention await taxonomic studies and names before actions can be taken little funding is available to do this work (J. Cokendolpher, personal communication 1996).

Inventories and habitat protection

Without appropriate occurrence information, species in need of conservation may be overlooked. While most U.S. states have some type of spider species checklist, many lists are either outdated, difficult to obtain, or unreliable. Additionally, most of the checklists provide vague collection locations, little information on habitat use, and no discussion of abundance. Species are often known from only one or few localities. For example, of 621 species recorded in a checklist of Utah spiders, 265 (42.7%) were known from only one site, and 498 species (80.2%) were known from fewer than five localities (Allred and Kaston 1983).

While many states are conducting invertebrate surveys in their state, often including butterflies, dragonflies, beetles and mollusks, Ohio is specifically organizing a habitat-specific spider survey (R. Bradley, Ohio State University, personal communication 1996). This survey includes plans to sample a wide variety of habitats over ten years, including reconstructed prairies, oak savanna, and several forest types. Other states (e.g., Washington and North Carolina) have completed some habitat-specific inventories, but these are often the independent work of one scientist who is contracted for specific inventory projects (e.g., Crawford 1994). Even biotic inventories of existing protected areas, such as U.S. national parks, are severely inadequate (Stohlgren et al. 1995). In many cases focusing inventories on rare or threatened habitats could be most useful as it might provide data on associated rare and threatened species in need of attention.

Protection of rare or threatened ecosystems is arguably the best way to preserve the biodiversity that remains in them. Without the necessary inventories, however, it will be difficult to develop management regimes that benefit the most species. A good example of the approach necessary for proper protection is the work being done in Illinois, Iowa, Wisconsin, Minnesota, Ohio, and Indiana, which are each surveying arthropods to develop baseline information for management of midwest prairie ecosystems (K. Methven, Illinois NHP, personal communication 1996).

More specifically, spider inventories in these habitats are necessary for determining spider management needs. The recent studies on spiders in Appalachian caves (Dellinger and Hedin 1994), Florida scrub (Carrel 1995 Marshall 1995), mature and old-growth forests in Washington (Crawford 1994), fens in Missouri (Baltman 1992), and rare sand prairie in Illinois (Landes et al. 1995) are extremely important. Through continued spider inventories in rare and endangered habitats, efforts to preserve biodiversity through ecosystem protection can only be enhanced.

Listings for invertebrates under the ESA are becoming more common, but this type of single-species approach to the conservation of such a diverse group of organisms results in protecting only a fraction of the fauna (Franklin 1993). The structure and implementation of the ESA are not well suited for invertebrates because of the strict and vertebrate-biased taxonomic requirements and the general lack of public support for such listings (Murphy 1991). Recently, the U.S. Fish and Wildlife Service expressed an explicit commitment to pursue a "multi-species, ecosystem approach" to listings (Glitzenstein 1993), which should result in more comprehensive and less expensive conservation.

This type of effort would benefit spiders. The first ESA listing of a spider was with four other cave invertebrates (Chambers and Jahrsdoerfer 1988), and this successful approach has been proposed for other cave communities (Ekis and Opler 1978 Stanford and Shull 1993). One possibility would be to list threatened spiders associated with Florida scrub habitats (e.g., Geolycosa xera ) together with vertebrate species such as the threatened Florida scrub jay ( Aphelocoma coerulescens coerulescens ). This would increase public awareness of biotic communities and the specific needs of some of the smaller residents of these habitats. Due in part to limited dispersal abilities, many of these spiders may persist on smaller habitat fragments than vertebrates (Marshall 1995), resulting in increased ecosystem protection.

Undoubtedly, spiders are best conserved through habitat protection. However, in some extreme cases, species conservation may be accomplished only through the aid of ex situ breeding programs. This conservation tool remains largely unexplored for invertebrates, especially spiders. Invertebrates generally can be housed, maintained and bred relatively inexpensively in comparison to vertebrate species (Wilson 1987). Existing coordinated captive breeding programs for spiders have been small and have focused primarily on the CITES-listed Mexican red-kneed tarantula ( Brachypelma smithi ). The London Zoo has pioneered a program that developed preliminary breeding techniques and genetic management protocols for this spider (Clarke 1991). A similar program involving four U.S. zoos has also been developed (D. Hodge, Louisville Zoological Park, personal communication 1995). These two programs may serve as models for others involving endangered spider species.

While few coordinated captive breeding programs for spiders exist, information is available on general breeding techniques (Frye 1992) and nutritional ecology (Riechert and Harp 1986). Successful techniques may also be learned from amateur breeders, venom suppliers, and academic researchers. In fact, cooperation between dedicated amateurs and zoo professionals is an integral part of the London Zoo program (Clarke 1991).

Additional information is needed for successful breeding programs. The effects of long-term captive breeding of invertebrates remain largely unknown (Drummond 1995). Research on specific aspects of the physiological ecology of spiders and its effects on phenotype is in its infancy (Reichling 1995). While some studies in conservation genetics have been completed (e.g. Ramirez and Froelig 1997), research on genetic management is generally nonexistent. Also, since spiders may have high rates of reproduction in captivity, the problem of surplus individuals needs to be addressed (Clarke 1991).

Future conservation efforts for spiders and other arachnids will depend on increased cooperation and communication between arachnologists and conservation professionals. Little information is available to the conservation community regarding the status and distribution of spiders, due to the general difficulty in finding reliable or appropriate sources and an unfamiliarity with the taxa. Similarly, conservationists should make known information needs to researchers in order to encourage information exchange and promote scientific study.

Specifically, through continued public education, appropriately targeted inventories and habitat protection, and additional research in management needs and techniques, spider conservation efforts may be implemented with greater vigor. The incorporation of spiders in all levels of protection efforts, including focused ecosystem-based multi-species ESA listings, can result in better habitat protection. Ecosystem conservation can only be enhanced by focusing some energy on the needs of these diverse and fascinating creatures.

Allred, D. M. and B. J. Kaston. 1983. A list of Utah spiders, with their localities. Great Basin Naturalist 43:494-522.

Baltman, T. L. 1992. Abundance and association of cursorial spiders from calcareous fens in southern Missouri. Journal of Arachnology 20:165-172.

Breene, R. G., D. A. Dean, M. Nyffeler, and G. B. Edwards. 1993. Biology, predation ecology, and significance of spiders in Texas cotton ecosystems. The Texas Agricultural Experiment Station Bulletin 1711.

Bristowe, W. S. 1971. The world of spiders. Collins, London.

Carrel, J. E. 1995. Effect of fire on populations of rare burrowing wolf spiders in Florida scrub: Updated results and future studies. Abstracto. American Arachnologist 53:3.

Carter, P. E. and A. L. Rypstra. 1995. Top-down effects in soybean agro-ecosystems: Spider density affects herbivore damage. Oikos 72(3):433-439.

Chambers, S. M. and S. Jahrsdoerfer. 1988. Endangered and threatened wildlife and plants Final rule to determine five Texas cave invertebrates to be endangered species. Federal Register 53(180):36029-36033.

Clarke, D. 1991. Captive-breeding programme for the red-kneed bird-eating spider. International Zoo Yearbook 30:68-75.

Clausen, I. H. S. 1990. Design of research work based on a pilot study dealing with the effect of pesticides on spiders in a sugar-beet field. Acta Zoologica Fennica 190:69-74.

Coddington, J. A., S. F. Larcher, and J. C. Cokendolpher. 1990. The systematic status of Arachnida, exclusive of Acari, in North America north of Mexico. Pages 5-20 in M. Kosztarab and C. W. Schaefer, editors. Systematics of the North American insects and arachnids: Status and needs. Virginia Agricultural Experiment Station Information Series 90-1. Virginia Polytech Institute and State University, Blacksburg, Virginia.

Coyle, F. A. 1981. Effects of clearcutting on the spider community of a southern Appalachian forest. Journal of Arachnology 9:285-298.

Crawford, R. L. 1994. Some spiders and related arthropods of mature and old-growth forests in western Washington and Oregon: Narrative species accounts. U.S. Fish and Wildlife Service, Department of the Interior, Portland, Oregon. Unpublished report.

Dellinger, B. and M. C. Hedin. 1994. Proposal for status review of rare Nesticus species (Araneae, Nesticidae) occurring in the southern Appalachians. Appendix B in Cokendolpher, J. C. 1995. Report on the taxonomic status of arachnid candidate species. Report for the National Biological Survey, contract no. 89160-4-2289. Unpublished.

Drummond, B. A. 1995. Complex life histories and diverse reproductive physiologies of endangered invertebrates: Implications for captive conservation. Pages 21-35 in E. F. Gibbons, B. S. Durrant, and J. Demarest, editors. Conservation of endangered species in captivity: An interdisciplinary approach. State University of New York Press, New York.

Edwards, G. B. 1992a. Lake Placid funnel wolf spider. Pages 230-231 in M. Deyrup and R. Franz, editors. Rare and endangered biota of Florida: Volume IV Invertebrates. University Press of Florida, Gainesville, Florida.

Edwards, G. B. 1992b. McCrone's burrowing wolf spider. Pages 232-233 in M. Deyrup and R. Franz, editors. Rare and endangered biota of Florida: Volume IV Invertebrates. University Press of Florida, Gainesville, Florida.

Edwards, G. B. 1992c. Red widow spider. Pages 250-251 in M. Deyrup and R. Franz, editors. Rare and endangered biota of Florida: Volume IV Invertebrates. University Press of Florida, Gainesville, Florida.

Ekis, G. and P. Opler. 1978. Endangered and threatened wildlife and plants. Proposed listing and critical habitat determination for two Hawaiian cave arthropods. Federal Register 43:26084-26087.

Franklin, J. F. 1993. Preserving biodiversity: Species, ecosystems, or landscapes? Ecological Applications 3(2):202-205.

Fridell, J. A. 1995. Endangered and threatened wildlife and plants Spruce-fir moss spider determined to be endangered. Federal Register 60:6968-6974.

Frye, F. L. 1992. Captive Invertebrates: A guide to their biology and husbandry. Krieger Publishing Company, Malabar, Florida.

Gillespie, R. G. and N. Reimer. 1993. The effect of alien predatory ants (Hymenoptera: Formicidae) on Hawaiian endemic spiders (Araneae: Tetragnathidae). Pacific Science 47(1):21-33.

Glitzenstein, E. R. 1993. On the U.S. FWS settlement regarding federal listing of endangered species. Endangered Species Update 10(5):1-3.

Hansel, M. 1993. Secondhand silk. Natural History 102:40-46.

Harp, J. M. 1992. A status survey for the Spruce-fir moss spider, Microhexura montivaga Crosby and Bishop (Aranaea, Dipluridae). North Carolina Wildlife Commission, Nongame and Endangered Wildlife Program and the U. S. Fish and Wildlife Service. Unpublished report.

Hogstad, O. 1984. Variation in numbers, territoriality and flock size of a goldcrest Regulus regulus population in winter. Ibis 126:296-306.

Howarth, F. G. 1983a. Ecology of cave arthropods. Annual Review of Entomology 28:365-389.

Howarth, F. G. 1983b. The conservation of cave invertebrates. Pages 57-64 in J. E. Mylroie, editor. Proceedings of the first international cave management symposium. Murray, Kentucky.

Kajak, A. 1978. The effects of fertilizers on numbers and biomass of spiders in a meadow. Symposium Zoological Society of London 42:125-129.

Kaston, B. J. 1978. How to know the spiders. Wm. C. Brown Company Publishers, Iowa.

Kaston, B. J. 1981. Spiders of Connecticut. State Geological and Natural History Survey Bulletin 70:1-874. Updated edition 1020 pp.

Kellert, S. R. 1986. Social and perceptual factors in the preservation of animal species. Pages 50-73 in B. G. Norton, editor. The preservation of species: The value of biological diversity. Princeton University Press, Princeton, New Jersey.

Landes, D. A., J. H. Hunt, and A. B. Cady. 1995. Spider survey from a southwestern Illinois sand prairie. Abstracto. American Arachnology 52:5.

Mader, H. J., C. Schell, and P. Kornacker. 1990. Linear barriers to arthropod movements in the landscape. Biological Conservation 54:209-222.

Marshall, S. D. 1992. Escambia Burrowing Wolf Spider. Pages 233-235 in M. Deyrup and R. Franz, editors. Rare and endangered biota of Florida: Volume IV Invertebrates. University Press of Florida, Gainesville, Florida.

Marshall, S. D. 1995. Natural history, activity patterns, and relocation rates of a burrowing wolf spider: Geolycosa xera archiboldi (Araneae, Lycosidae). Journal of Arachnology 23(2):65-70.

Master, L.L. 1991. Assessing threats and setting priorities for conservation. Conservation Biology 5(4):559-563.

McIver, J. D., G. L. Parsons, and A. R. Moldenke. 1992. Litter spider succession after clear-cutting in a western coniferous forest. Canadian Journal of Forest Research 22:984-992.

Murphy, D. 1991. Invertebrate conservation. Pages 181-198 in K. A. Kohm, editor. Balancing on the brink of extinction. Island Press, Washington, DC.

Nentwig, W. 1986. Non-webbuilding spiders: Prey specialists or generalists? Oecologia 69:571-576

New, T. R. 1995. An introduction to invertebrate conservation biology. Oxford University Press, Nueva York.

Nyffeler M. and G. Benz. 1987. Spiders in natural pest control: A review. Journal of Applied Entomology 104:190-197.

Nyffeler, M., W. L. Sterling, and D. A. Dean. 1994. How spiders make a living. Entomological Society of America 23(6):1357-1367.

O'Donnell, L., W. R. Ellicott, and R. A. Stanford. 1994. Recovery plan for endangered karst invertebrates in Travis and Williamson counties, Texas. U.S. Fish and Wildlife Service, Albuquerque, New Mexico.

Peterson, A. T., D. R. Osborne, and D. H. Taylor. 1989. Tree trunk arthropod faunas as food resources for birds. Ohio Journal of Science 89(1):23-25.

Ramirez, M.G. and J.L. Froelig. 1997. Minimal genetic variation in a coastal dune arthropod: The trapdoor spider Aposticus simus (Cyrtaucheniidae). Conservation Biology 11(1):256-259.

Reichling, S. B. 1995. A technique for measuring thermoregulation in theraphosid spiders. Pages 87-90 in Proceedings of the 1995 Invertebrates in Captivity Conference. Sonoran Arthropod Studies Institute., Tuscon, Arizona.

Reiskind, J. 1987. Status of the rosemary wolf spider in Florida. Univ. Florida. Coop. Pez. Wildl. Res. Unidad. Tech. Rep. 28:1-13.

Riechert, S. E. and T. Lockley. 1984. Spiders as biological control agents. Annual Review of Entomology 29:299-320.

Riechert, S. E., G. Uetz, and B. Abrams. 1985. The state of arachnid systematics. Bulletin of the Entomological Society of America 31:4-5.

Riechert, S. E. and J. M. Harp. 1986. Nutritional ecology of spiders. Pages 645-672 in F. Slansky and J. G. Rodriguez, editors. Nutritional ecology of insects, mites, spiders and related invertebrates. John Wiley & Sons, Nevada.

Riechert, S. E. and L. Bishop. 1990. Prey control by an assemblage of generalist predators: Spiders in garden test systems. Ecology 71(4):1441-1450.

Robinson, M. H. 1991. Invertebrates: Exhibiting the silent majority. International Zoo Yearbook 30:1-7.

Roth, V. D. 1993. Spider genera of North America. Tercera edicion. American Arachnological Society, Gainesville, Florida.

Stanford, R. and A. Shull. 1993. Endangered and threatened wildlife and plants 90-day finding on a petition to list nine Bexar County, TX, Invertebrates. Federal Register 58:63328-63331.

Stohlgren, T. J., J. F. Quinn, M. Ruggiero, and G. S. Waggoner. 1995. Status of biotic inventories in U.S. national parks. Biological Conservation 71:97-106.

The Nature Conservancy, in association with the Network of Natural Heritage Programs and Conservation Data Centers. April 1997. Element Global Tracking file for Invertebrates. Arlington, Virginia.

Wells, S. M., R. M. Pyle, and Collins, N. M. 1983. The IUCN invertebrate red data book. IUCN, Gland, Switzerland.

Wilson, E. O. 1987. The little things that run the world (The importance and conservation of invertebrates). Conservation Biology 1(4):344-346.

Wise, D. H. 1993. Spiders in ecological webs. Prensa de la Universidad de Cambridge.

Wolfe, R. J. and T. Mason. 1995. Conservation needs of arachnids: Proposal to TITAG Arachnid Specialist Group to develop a Statement of Purpose and Agenda. Pages 91-95 in Proceedings of the 1995 Invertebrates in Captivity Conference. Sonoran Arthropod Studies Institute., Tuscon, Arizona.

Young, O. P. and G. B. Edwards. 1990. Spiders in United States field crops and their potential effect on crop pests. Journal of Arachnology 18:1-27.


Species Identification: Spider - Biology

Habronattus is a large and diverse genus of New World jumping spiders in the family Salticidae (Griswold 1987, Maddison and Hedin 2003). These spiders are small (5-8 mm), primarily ground-dwelling, and can be found in a variety of habitats (Griswold 1987). As with most other jumping spiders, members of the genus Habronattus are voracious generalist predators that eat a variety of small insects and other arthropods, including many small agricultural pests (Taylor 2012). Habronattus males are known for their unique and elaborate color patterns, particularly on their faces and front legs, which they display to the comparatively drab females during courtship (Figure 1, Taylor et al. 2011, Elias et al. 2011). Although most spiders (including Habronattus) have venom that they use to subdue their prey (Foelix 2011), Habronattus jumping spiders are not aggressive or defensive and do not bite humans.

Figura 1. Un macho Habronattus pyrrithrix (right) courting a conspecific female (left). Male displays in this and other Habronattus species consist of movement, color, and substrate-borne vibrations. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Distribución (volver al principio)

El genero Habronattus is restricted to the New World, mainly in North and Central America. Their distribution extends as far north as the Yukon in Canada across to New Brunswick, south through the U.S. and Central America including the Galapagos Islands, the Lesser Antilles and other Caribbean islands (Griswold 1987). These spiders can be found in a variety of habitats including mountaintops, deserts, and riparian areas (Griswold 1987). In parts of their range, they are common and abundant in backyards, gardens, and agricultural areas (Griswold 1987, L. Taylor and J. Coco, unpublished data).

There are eleven species of Habronattus known to inhabit Florida:

Habronattus alachua (Griswold, 1987)
Habronattus brunneus (Peckham & Peckham, 1901)
Habronattus calcaratus (Banks, 1904)
Habronattus carolinensis (Peckham & Peckham, 1901)
Habronattus coecatus (Hentz, 1846)
Habronattus decorus (Blackwall, 1846)
Habronattus georgiensis (Chamberlin & Ivie, 1944)
Habronattus notialis (Griswold, 1987)
Habronattus ocala (Griswold, 1987)
Habronattus trimaculatus (Bryant, 1945)
Habronattus viridipes (Hentz, 1846)

Identificación (volver al principio)

El genero Habronattus is in the jumping spider family Salticidae, the largest family of spiders, with more than 5800 species (World Spider Catalog 2015). Jumping spiders can be distinguished from other spiders by their large, forward-facing anterior median eyes (Figure 2). Most jumping spiders do not build webs for prey capture (but see Jackson 1992 for an exception). Silk use in most jumping spiders is limited to construction of draglines, resting retreats, and egg sacs (Richman and Jackson 1992). Jumping spiders are active during the day across a variety of habitats (Richman and Jackson 1992).

El genero Habronattus contains roughly 100 species of relatively small jumping spiders and can be distinguished from other jumping spiders by the microscopic morphology of male pedipalps (small appendages near the face of the spider) and an elongated third pair of legs (Griswold 1987). However, the most striking features of Habronattus that can aid in identification are the elaborate color patterns of mature males that are used in their mating displays. Across the genus, colorful species-specific ornamentation appears on the face, pedipalps, first and third pairs of legs, and (less commonly) on the abdomen (Griswold 1987, Figure 2 and 3).

Figura 2. Mature males of several Habronattus species common in north central Florida: Habronattus calcaratus calcaratus (top left), Habronattus brunneus (top right), Habronattus trimaculatus (bottom left), and Habronattus decorus (bottom right). Note the large forward-facing eyes and the species-specific color patterns on the males&rsquo face and legs (and on the abdomen of Habronattus decorus), which are displayed to females during courtship. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Figura 3. Mature males of several Habronattus species common in the southwestern USA: Habronattus pyrrithrix (top left), Habronattus clypeatus (top middle), Habronattus hirsutus (top right), Habronattus hallani (bottom left), Habronattus icenoglei (bottom right). Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

In contrast with the males, the females of most Habronattus species look similar to one another with only subtle differences in their drab gray and brown markings (Griswold 1987, Figure 4).

Figura 4. Mature females of several species of Habronattus common in the southwestern USA: Habronattus pyrrithrix (top left), Habronattus clypeatus (top right), Habronattus hirsutus (bottom left), Habronattus hallani (bottom right). In contrast to the conspicuous colors of males of the same species (see Figure 3), females are typically drab and cryptically colored and are typically larger than males. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

In the field, both males and females can often be seen jumping along the ground, across leaf litter, or through vegetation. Their small size can make them difficult to spot (Figure 5). The drab gray and brown dorsal coloration of females allows them to blend in with their environment (Figure 6), while males often have dorsal color patterns that make them more conspicuous (Figure 7). Males spend more time moving through their environment compared with females, making them easier to find (Taylor 2012).

Figura 5. Sub-adult male Habronattus pyrrithrix (almost full adult size). Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Figure 6. Hembra adulta Habronattus pyrrithrix illustrating the cryptic dorsal color pattern which is characteristic of many other Habronattus females and allows them to blend in with their environment. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Figura 7. Macho adulto Habronattus pyrrithrix illustrating a characteristic conspicuous dorsal pattern which is similar in appearance to the males of many other Habronattus especies. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

A species-level key to males of the genus Habronattus can be found in Griswold (1987). Additional images useful for species-level identification can be found in Maddison (1995).

Vision (Back to Top)

While there is evidence that many jumping spiders can see and discriminate a range of colors across both the UV and human visual spectrum (Nakamura and Yamashita 2000, Lim and Li 2006), members of the genus Habronattus use a unique color vision system that differs from other groups and provides an enhanced ability to discriminate colors (Zurek et al. 2015). Específicamente, Habronattus has a red filter pigment in their retina, which gives them a broad color discrimination ability ranging from UV to red (Zurek et al. 2015).Recently, it has been shown that Habronattus use the color red as the basis for choosing both prey (Taylor et al. 2014, Taylor et al. 2016) and mates (Taylor and McGraw 2013).

Courtship (Back to Top)

Habronattus spp. are perhaps best-known for the complex and multimodal courtship behavior of males, which incorporates movement, bright colors, and substrate-borne vibrations into a choreographed species-specific display (Elias et al. 2011, Figure 2). As males approach females, they move their adorned appendages and display their (often colorful) faces in the direction of females. Females are typically larger than males (Griswold 1987), can be highly cannibalistic (Taylor 2012, Figure 8), and choose mates on the basis of various aspects of a male&rsquos display, including color (Taylor and McGraw 2013) and vibrations (Elias et al. 2005). Sexual selection behavior may be the driving force behind the rapid diversification of this genus (Masta and Maddison 2002).

Figura 8. Hembra adulta Habronattus pyrrithrix found cannibalizing an adult male in the field. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Prey and Predators (Back to Top)

Jumping spiders get their name because of the way they hunt - by stalking and jumping onto their prey (Jackson and Pollard 1996, Richman and Jackson 1992). They are so efficient at this method of prey capture that they are often compared to cats and have even been nicknamed "fly tigers" (Harland et al. 2012). Their prey capture technique relies on their acute vision, which enables them to tackle and take down prey much larger than themselves (Forster 1977, Jackson and Pollard 1996, Figura 9).

Figura 9. Juvenile Habronattus hallani just before attacking a fly much larger than itself. The spider tackled the fly but was unsuccessful in capturing it. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Habronattus jumping spiders, in particular, are opportunistic and voracious generalist predators. They can be extremely abundant in certain habitats and eat mostly small insects and other arthropods, including many pest species (Taylor 2012, Figura 10). As such, they have the potential to be important players in both natural and agricultural food webs but their role in these systems has not been well studied (see Young and Edwards 1990).

Figura 10. Mujer Habronattus pyrrithrix jumping spider feeding on a fly. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Habronattus jumping spiders also have predators of their own. While there has been little work on the natural predators of Habronattus, there are records of individuals being eaten by larger conspecifics (members of the same species) as well as larger species of spiders (Taylor 2012, Figure 11). The black and yellow mud dauber wasp (Sceliphron caementarium) also takes large numbers of Habronattus in some locations (L. Taylor, unpublished data, Figure 12).

Figura 11. A philodromid spider, Tibellus sp., eating a male Habronattus pyrrithrix. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Figura 12. Nest of a black and yellow mud dauber wasp (Sceliphron caementarium) that is full of Habronattus hirsutus jumping spiders. Female mud daubers capture and paralyze spiders, which they bring back to their nests to provision their offspring. Photograph by Lisa Taylor, University of Florida.

Referencias seleccionadas (volver al principio)

  • Elias DO, Hebets EA, Hoy RR, Mason AC. 2005. Seismic signals are crucial for male mating success in a visual specialist jumping spider (Araneae: Salticidae). Animal Behavior 69: 931-938.
  • Elias DO, Maddison WP, Peckmezian C, Girard MB, Mason AC. 2011. Orchestrating the score: Complex multimodal courtship in the Habronattus coecatus grupo de Habronattus jumping spiders (Araneae: Salticidae). Biological Journal of the Linnean Society 105: 522-547.
  • Foelix RF. 2011. Biology of Spiders. Prensa de la Universidad de Oxford. New York. 419 pp
  • Forster LM. 1977. A qualitative analysis of hunting behavior in jumping spiders (Araneae: Salticidae). New Zealand Journal of Zoology 4: 51-62.
  • Griswold CE. 1987. A revision of the jumping spider genus Habronattus F.O.P. Cambridge (Araneae: Salticidae), with phenitic and cladistic analysis. University of California Publications in Entomology 107: 1-344.
  • Harland D, Li D, Jackson R. 2012. How animals see the world: Comparative behavior, biology, and evolution of vision. Oxford University Press, New York p. 133-164.
  • Jackson RR. 1992. Eight-legged tricksters. BioScience 42: 590-598.
  • Jackson RR, Pollard SD. 1996. Predatory behavior of jumping spiders. Annual Review of Entomology 41: 287-308.
  • Lim MLM, Li D. 2006. Behavioral evidence of UV sensitivity in jumping spiders (Araneae: Salticidae). Journal of Comparative Physiology 192: 871-878.
  • Maddison W, Hedin M. 2003. Phylogeny of Habronattus jumping spiders (Araneae: Salticidae), with consideration of genital and courtship evolution. Systematic Entomology 28: 1-22.
  • Maddison W. 1995. Habronattus. Version 01 January 1995.
    http://tolweb.org/Habronattus/3069/1995.01.01 in The Tree of Life Web Project. (14 July 2017)
  • Masta SE, Maddison, WP. 2002. Sexual selection driving diversification in jumping spiders. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America 99: 4442-4447.
  • Nakamura T, Yamashita S. 2000. Learning and discrimination of colored papers in jumping spiders (Araneae, Salticidae). Journal of Comparative Physiology A Sensory, Neural, and Behavioral Physiology 186: 897-901.
  • Richman DB, Jackson RR. 1992. A review of the ethology of jumping spiders (Araneae, Salticidae). Bulletin of the British Arachnological Society 9: 33-37.
  • Taylor LA, Clark DL, McGraw KJ. 2011. Condition dependence of male display coloration in a jumping spider (Habronattus pyrrithrix). Behavioral Ecology and Sociobiology 65: 1133-1146.
  • Taylor LA. 2012. Color and communication in Habronattus jumping spiders: Tests of sexual and ecological selection. Universidad del estado de Arizona. Tempe, Arizona. (14 July 2017)
  • Taylor LA, McGraw KJ. 2013. Male ornamental coloration improves courtship success in a jumping spider, but only in the sun. Behavioral Ecology 24: 955-967.
  • Taylor LA, Maier EB, Byrne KJ, Amin Z, Morehouse NI. 2014. Colour use by tiny predators: Jumping spiders show colour biases during foraging. Animal Behaviour 90: 149-157.
  • World Spider Catalog 2015. World Spider Catalog. Natural History Museum Bern,version 16.5. (14 July 2017)
  • Young OP, Edwards GB. 1990. Spiders in United States field crops and their potential effect on crop pests. Journal of Arachnology 18: 1-27.
  • Zurek DB, Cronin TW, Taylor LA, Byrne K, Sullivan ML, Morehouse NI. 2015. Spectral filtering enables trichromatic vision in colorful jumping spiders. Current Biology 25: R403-404.

Authors: Jeff Coco and Lisa Taylor, Entomology and Nematology Department, University of Florida
Photographs: Lisa Taylor, Entomology and Nematology Department, University of Florida
Diseño web: Don Wasik, Jane Medley
Publication Number: EENY-683
Publication Date: July 2017

Una institución que ofrece igualdad de oportunidades
Editora y Coordinadora de Criaturas Destacadas: Dra. Elena Rhodes, Universidad de Florida


Ambush Spiders

Common species of spiders that ambush their prey include jumping spiders, wolf-spiders, and the Missouri tarantula. Adult jumping spiders are typically black in color and 1 inch (2.54 cm) in length. They have green pedipalps and a white patterned abdomen that resembles a face. As the name implies, they can "jump" (up to 50 times their body length!).

Spiders from the "wolf" family (Lycosidae) received their name because they are frequently seen prowling the ground in search of bugs to eat. They can attain sizable leg spans of 4 inches (or more) and are often mistaken for tarantulas.

There is one species of tarantula found in Missouri, Aphonopelma hentzi. It is brown in color, lives in burrows, and grows to leg spans of 6 inches. A docile new world species found in the Ozarks (southern Missouri), it poses no harm to humans. If provoked to bite, it would only hurt like bee sting. Nobody in history has ever died from a tarantula bite.

Brown recluse (Loxosceles reclusa). Photo credit: Lisa Ames, University of Georgia, Bugwood.org.


Lambis lambis

The maximum shell length for this species is up to 29 cm, and average length stands for 18 cm. [1] Lambis lambis has a very large, robust and heavy shell. One of its most striking characteristics is its flared outer lip, ornamented by six hollow marginal digitations. These digitations present subtle differences in shape between genders in this species, as the three anteriormost digitations are short and posteriorly bent in male individuals, and longer and dorsally recurved in females. [1] The color of the shell is highly variable, being white or cream externally and often presenting brown, purplish or bluish black patches. The interior is glazed and may be pink, orange or purple. [1] [2]

Hábitat Editar

This sea snail lives in mangrove areas, as well as reef flats and coral-rubble bottoms in shallow water from low tide levels to depths of 5m. It is usually found in association with red algae. [1]

Feeding habits Edit

Lambis lambis is known to be herbivorous, feeding on fine red algae. [1]


Ver el vídeo: Tecnologia - Optica Hiperespectral - Identificacion de Especies de Plantas (Agosto 2022).